in vitro körülmények között. A tudomány és az oktatás modern problémái

Az agrártudományok kandidátusa a biotechnológia lehetőségeiről mesél. Dmitrij Kravcsenko, az Összoroszországi Burgonyatermesztési Kutatóintézettől.

Növekedés és fejlődés ellenőrzés alatt:

a burgonya biotechnológia lehetőségei ban ben vitro

A növények növekedésének és fejlődésének szabályozása a modern biológia fontos feladata. A növény alapvető létfontosságú funkcióit irányító sejtszintű szabályozó mechanizmusok, a fiziológiai folyamatok szabályozásának módjai, a növényi sejt szabályozási mechanizmusainak tanulmányozása széles távlatokat nyit a potenciális lehetőségek kihasználására.

Miért van szüksége állásra in vitro ?

A feltételek melletti termesztéshez kapcsolódó biotechnológiai módszerekban ben vitro , szerves részévé váltak a kezdeti növények szaporításának technológiai folyamatának a burgonya eredeti vetőmag-előállítása céljából. Gyógyításra apikális merisztéma módszereivel és gyorsított tenyészetszaporítássalban ben vitro annak érdekében, hogy a további vetőmagtermesztéshez minél nagyobb mennyiségű javított alapanyagot kapjunk, szükséges a burgonyanövények növekedési és fejlődési folyamatainak optimalizálása és aktiválása mindkét körülmények között.ban ben vitro , és a javított mini gumók kézhezvétele után.

Miért kell irányítanunk a növekedési folyamatokat? Nevezzük meg a burgonyakultúrával való munka főbb területeitban ben vitro :

— a burgonyafajták javítása vírusos és egyéb fertőzések ellen (a apikális merisztéma módszere különféle kombinációkban és módosításokban);

- bevezetés a kultúrábaban ben vitro teljesen egészséges burgonyanövényből nyert explantátumok;

- burgonyafajták mikroszaporítása az eredeti vetőmag előállítás folyamatában;

- burgonya mikrogumó beszerzése;

— a burgonya genotípus-gyűjteményének hosszú távú fenntartása;

- a megvalósításukhoz anyagot igénylő tenyésztési és genetikai és egyéb kutatómunkaban ben vitro .

Iona Skulachev

Fontolja meg a növények növekedési folyamatainak szabályozásának lehetőségeitban ben vitro a gyógyulás és a mikroklonális szaporodás szakaszában.

A merisztematikus explantátumokból regeneránsok kinyerésének szakaszában az objektumok túlélési arányának, morfogenezis folyamatainak intenzitásának, regenerációjának időpontjának mutatói a meghatározóak. Ezen paraméterek javításához javasoljuk a használatát új osztály geroprotektív tulajdonságokkal rendelkező nanotermékek - Skulachev ionok. Szintetizálva az A.N. Belozersky (M. V. Lomonoszovról elnevezett Moszkvai Állami Egyetem) előkészületeiSkQ (Skulachev-ionok) trifenildecil-foszfónium-kationok vegyületei és a kloroplasztisz plasztokinon analógjai. Szabályozzák a reaktív oxigénfajták intracelluláris egyensúlyát, és különböznek a behatolási képességben, valamint az anti- és prooxidáz aktivitás arányában.

Gyógyszer hozzáadásaSkQ1 mesterséges tápközegben 2,5 nM nanokoncentráció mellett 16-43%-kal javítja a rövidebb tenyészidejű fajták, a hosszabb tenyészidejű fajták merisztéma explantátumainak túlélését 7-13%-kal.

Ugyanakkor jelentősen megnő az explantátumok morfogén aktivitása és növekedési intenzitása, aminek következtében a mikronövények merisztémaszövetekből történő regenerációs ideje 24-el csökken.– 30 nap.

Új tápközegbe történő átültetés után a mikronövényeket a felhasználásával nyert regeneránsokbólSkQ1 , több jellemezte gyors növekedésés a legjobb biometrikus paraméterek. Az indikátorok komplexe szerint a tápközegben nyert növények jártak az élen: a merisztémák kezdeti növekedésében és a növények további növekedésében.

Még gyorsabban

Így 50 nappal a merisztémák izolálása után a gyógyszer alkalmazásakorSkQ1 további dugványozásra és látens vírusfertőzés ELISA-val történő vizsgálatára alkalmas teljes értékű növényeket kaptunk. A dugványozás után 15-20 nappal a kifejlett növényeket üvegház vagy szabadföld talajába ültethetjük, hogy felmérjük a fajtajelleget és minigumókat kapjunk. Következésképpen a merisztéma izolálásától az egészséges növények talajba ültetéséig tartó teljes idő 65-80 napra csökkenthető. A vonalak mennyiségi hozama is nő, ami a sikeres gyógyulás valószínűségét jelenti.

A Phytotron TF 600 automatizált rendszer lehetővé teszi, hogy további növekedésserkentő anyagok használata nélkül is hasonló eredményeket érjünk el, és ezekkel kombinálva a regeneránsok morfogén aktivitása 12-21%-kal nő, és a kezdeti egészséges növények megszerzésének ideje 7-14 nappal csökkentve.

Emellett jelenleg is folynak tanulmányok a különböző spektrális összetételű fénysugárzás hatásáról a növények vírusfertőzésének csökkentésére.ban ben vitro .

Gyorsuló vágás

A feljavított kezdeti regeneratív növények átvétele után a szaporodás következő fontos szakasza a további szaporodás. A kihívás a kiindulási anyag mennyiségének gyors növelése, miközben fenntartja a növekedés és a termelékenység magas potenciális energiáját, valamint a kórokozók hiányának állapotát.

A mikroklonális szaporítás folyamatát 2 szakaszra kell osztani: a dugványok felgyorsítása és az utolsó vágás az ültetés előtt, megfelelő körülmények között.in vivo . A felgyorsuló kaszálásoknak valóban a maximális szorzótényezőt kell biztosítaniuk a vetőmag-előállítási program által meghatározott határidőn belül. Az utolsó szakaszban olyan növényeket kell kialakítani, amelyek a későbbiekben a legjobban alkalmazkodnak a talajban lévő növekedési feltételekhez, és magas hozamot adnak a szabványos mini gumókból. Ezért a mikroszaporítás különböző szakaszaiban különböző kémiai szabályozók és eltérő fizikai tenyésztési feltételek alkalmazhatók.

Biztosítson feltételeket

Korábbi vizsgálatok eredményei szerint a vágásgyorsításhoz az epin használatát javasoltuk. (szintetikus epibraszinolid), amely felgyorsítja a növények szármorfogenezisétban ben vitro és növeli a szaporodási arányt. A dugványok utolsó szakaszában a fumar (aminofumársav dimetil-észtere) gyógyszert javasolták, amely serkentette a burgonyanövényekben a rizogenezist, utóhatásában pedig hosszan tartó pozitív hatást fejtett ki, 9-15%-kal növelve a szántóföldi faiskolákban a burgonya hozamát.

Az elmúlt években szintetizált új generációs növekedésszabályozó anyagok alapos vizsgálata során kiderült, hogy a mesterséges táptalajhoz adva a burgonya mikronövények leveleinek száma, így a szaporodási faktor akár 9-15-re is megnőhet. darabok. fajtától függően.

A növények termesztése során azonban hasonló eredményeket lehet elérni.ban ben vitro szabványos Murashige-Skoog táptalajon a termesztés összes fizikai paraméterének optimalizálásával, amit Fitotron TF 600 telepítéssel biztosítunk.

Lehetséges, de légy óvatos

Így hatékony eszköz a kultúra tárgyaival végzett manipulációk arzenáljábanin vitro olyan biológiailag aktív anyagok felhasználása volt, amelyek az intracelluláris anyagcsere fiziológiai folyamataira és szabályozási mechanizmusaira irányulnak. Ugyanakkor szem előtt kell tartani, hogy számos biológiailag aktív anyag bizonyos mértékig kifejezett mutagén hatással rendelkezik. Különös körültekintéssel és körültekintéssel kell kiválasztani őket a kultúrával kapcsolatos munkaterületekre.in vitro ahol a burgonya fajtajellemzőinek stabilitása a legnagyobb veszélyben.

Másrészt, a korszerű technológiai megoldások bevezetése az eredeti burgonya-vetőmag-termesztés gyakorlatába, mint például az ellenőrzött fizikai feltételekkel rendelkező kamrák (Phytotron TF 600 és analógjai), lehetővé teszi a növényi növekedési folyamatok szabályozásának részbeni megoldását.in vitro kémiai szabályozás alkalmazása nélkül.

A távhibridizáció során olyan izolált szövettenyésztési módszereket alkalmaznak, mint az in vitro megtermékenyítés, az embriótenyésztés (izolált embriók termesztése mesterséges táptalajokon), az értékes hibridek klonális mikroszaporítása, valamint az in vitro haploid termelés és a mélyhűtés.

In vitro megtermékenyítés (a programok inkompatibilitásának leküzdése) abban az esetben végezzük, ha a kiválasztott párok közötti megtermékenyítés természetes körülmények között nem lehetséges. Ennek több oka lehet: 1) fiziológiai (a pollenérés idejében mutatkozó eltérés stb.); 2) morfológiai (rövid pollencső vagy növekedésének blokkolása a fejlődés különböző szakaszaiban stb.). Az in vitro megtermékenyítés kétféleképpen történhet: a) a petefészek mesterséges agar táptalajon történő tenyésztése kész pollennel; b) a petefészket kinyitják, és a méhlepény ovális darabjait a tápközegbe juttatják, amelynek közelében, vagy közvetlenül a méhlepény szövetein, kész virágport tenyésztenek. A petesejtek méretének gyors növelésével vizuálisan megállapítható, hogy az in vitro megtermékenyítés elmúlt-e vagy sem. A kialakult embrió általában nem megy nyugalmi állapotba, hanem azonnal kicsírázik, és hibrid generációt hoz létre. Az in vitro méhlepény-megtermékenyítés lehetővé tette a N. tabacum termesztett dohányfajták és a N. rosulata és N. debneyi vadon élő fajokkal való keresztezésének inkompatibilitását, és lehetővé tette M. F. Ternovsky és munkatársai kísérletei során interspecifikus dohányhibridek előállítását. 1976), Shinkareva (1986).

A posztgám összeférhetetlenség leküzdése. A posztgám inkompatibilitás a távoli hibridizációval a megtermékenyítés után következik be. Ez gyakran apró, nem csírázó magvak képződését eredményezi. Az ok az embrió és az endospermium fejlődési idejének eltérése lehet. Az endospermium gyenge fejlődése miatt az embrió nem tud normálisan csírázni. Ilyen esetekben az embriót egy érett, vékony szemből izolálják, és tápközegben növesztik.

Az embriók mesterséges tápközegben történő termesztését embriótenyészetnek nevezzük. Az érett embrió termesztésére szolgáló tápközeg lehet egyszerű, fiziológiailag aktív anyagok (például White táptalaj) vagy bármely más ásványi sókat és szacharózt tartalmazó táptalaj nélkül. Távolabbi keresztezéseknél már a korai stádiumban megfigyelhetők az embrió fejlődési zavarai, ami differenciálódás hiányában, lassú növekedésben nyilvánul meg. Ebben az esetben az embrió tenyésztése két szakaszból áll - az embrió embrionális növekedéséből, amely során a differenciálódás folytatódik, és a kifejlett embrió csírázásából. Az első szakaszhoz összetettebb, magas szacharóztartalmú táptalaj szükséges, különféle aminosavak, vitaminok és hormonok hozzáadásával.

Az embriókultúra nemesítésben való alkalmazása a közelmúltban nagy jelentőségűvé vált gabonafélék, gabonafélék és egyéb mezőgazdasági termények távoli hibridjei előállítása szempontjából. Bemutatjuk a búza-rozs hibridek terméshozamának növelésének lehetőségét éretlen embriók termesztésével, valamint az embriókultúra alkalmazását a búza rostélyos hibridizációjában a poszt-gamusz inkompatibilitás kiküszöbölésére.

Az embriótenyésztés módszerét egyre gyakrabban alkalmazzák a zöldségnövények interspecifikus hibridizációjában. A hagyma esetében technikákat fejlesztettek ki az embriogenezis különböző szakaszaiból származó hibrid magokból in vitro abortív embriók, részben termékeny interspecifikus hibridekből történő embriók termesztésére. Az izolált embriók tenyészetét paradicsom és más zöldségnövények nemesítésében használják.

Vizsgálták a paradicsomembriók növekedésének és fejlődésének hormonális szabályozását in vitro. Megtárgyalják az embriókultúra felhasználásának lehetőségét távoli napraforgóhibridek előállítására, tanulmányozzák az in vitro beporzást követően különböző időpontokban izolált napraforgóembriók növekedését és fejlődését szabályozó tényezőket.

Az izolált embriók tenyésztését a távoli hibridizáció segédmódszereként nemcsak a posztgám inkompatibilitás leküzdésére, hanem az értékes hibridek mikroszaporítására is használják. Ebben az esetben a mikroszaporítás kalluszogenezissel, morfogenezis indukálásával és regenerált növények termelésével kalluszszövetből megy végbe. Az éretlen embriók klónozásának technikája lehetővé teszi értékes növényi genotípusok korai stádiumban történő szaporítását életciklus. Az embriók tenyésztésének másik lehetősége a sejtszelekcióban való felhasználása.

Távoli hibridek klonális mikroszaporítása. Az embriokultúra lehetővé teszi hibrid növények termesztését hibás embriókból. A hibrid növények termése azonban alacsony, a hibridek gyakran sterilek. Néha például a hajdina nemesítésekor a termés keresztbeporzása miatt nehéz egyedi genotípusokat reprodukálni az utódokban. Ezért a kutatók gyakran szembesülnek azzal a feladattal, hogy a keletkezett növényeket szaporítsák és konzerválják. Ebben segít a klonális mikroszaporítás módszere. A hibridek szaporítása a hónaljrügy-merisztéma fejlődésének aktiválásával (steril hajtások kivágásával), járulékos rügyekkel vagy a növények kalluszszövetből történő regenerálásával, különösen embriók tenyésztésével nyerhető.

Haploidok in vitro kinyerése és tenyésztésben való felhasználása. A haploid növények nemesítésben betöltött szerepe nagyon nagy. Használatuk lehetővé teszi a megfelelő kombináció gyors megtalálását, csökkenti a fajta létrehozásának idejét. Haploidokat használnak a stabil homozigóta vonalak előállítására. A mutagenezishez kényelmesebb a haploidok alkalmazása is, mivel a recesszív mutációk kiválasztása haploid szinten történik.

A diploid növényekben a mutációk ritkán érintik mindkét allélgént homológ kromoszómákÓ. Az egyed általában heterozigóta (két gén különbözik), és csak a domináns (de nem recesszív) gén érintett. Mivel a mutációk gyakrabban recesszívek, mint dominánsak, meglehetősen nehéz azonosítani őket. A haploid növényekben, amelyek minden homológ kromoszómapárból csak egyet tartalmaznak, azonnal megjelennek a mutációk. A haploid szintű szelekció nemcsak a domináns, hanem a recesszív tulajdonságok közvetlen szelekcióját is lehetővé teszi.

A haploid egyedek sterilek, de lehetséges a kromoszómakészletüket mesterségesen megkétszerezni kolchicinnel, és diploid homozigóta növényeket nyerni.

A haploidok spontán módon keletkezhetnek, de spontán előfordulásuk gyakorisága nagyon alacsony. Mesterségesen, in vitro módszerekkel nagyszámú haploid növény nyerhető. Háromféleképpen lehet haploidokat nyerni az izolált szövettenyésztési módszerrel:

androgenezis - haploid növények kinyerése mesterséges táptalajon izolált portokokból és mikrospórákból.

gynogenezis - haploid növények kinyerése mesterséges táptalajon izolált petesejtekből;

partenogenezis - haploidok kinyerése hibrid embrióból, amelyben a szülők kromoszómáinak összeférhetetlensége miatt az apai kromoszómák elvesznek.

Az apai genom kromoszómák eliminációja eredményeként létrejövő haploid embriókat mesterséges táptalajokon tenyésztik, és haploid növényeket nyernek. Az Istok és az Odessa-15 árpafajtákat partenogenetikus módszerrel, izolált embriók tenyésztésével a szokásos 10-12 év helyett négy év alatt állították elő. Több mint 2,5 ezer, homogenitással és stabilitással jellemezhető dihaploid vonalat állítottak elő portokkultúra módszerével lágy és durumbúza fajtáiból és hibridjeiből az Elita Povolzhya NPO-ban négy éve.

Folytatódik a haploidok búza, árpa, kukorica, őszi rozs és burgonya portokkultúrájával történő előállításának technológiája. A portokkultúrában a haploid növények kialakulásának két módja lehetséges. Az első a növények kialakulása embriogenezis útján a pollenszemekben. Ugyanakkor a portok belsejében lévő egyes pollenszemekből embrioidok keletkeznek. Csíráznak és haploid növényeket hoznak létre. A második a kallusz kialakulása a portoksejtekből. Ezt követően a morfogenezis eredményeként a növények regenerálódnak a kalluszsejtekből. Ebben az esetben a kapott növények nem mindig haploidok, és gyakran különböznek egymástól. Nem teljesen világos, hogy poliploidizált haploid sejtekből vagy fuzionált sejtekből jönnek-e létre.

Az in vitro nyert haploidok nemcsak gyakorlati szelekcióban, hanem géntechnológiában és sejtszelekcióban is alkalmazhatók. A pollenszemek bizonyos esetekben kényelmesebb tárgyak, mint a protoplasztok a genetikai transzformációval kapcsolatos kísérletekhez.

Növények mélyhűtése

A növényi szomatikus sejtek folyékony nitrogénben történő mélyhűtése (hőmérséklet - 196°C) a biotechnológia új iránya, amelyet az 1970-es évek eleje óta széles körben fejlesztettek ki. Ennek a technológiának az a célja, hogy megőrizze a génállományt in vitro tenyészetben, valamint hogy a tenyésztők bármikor olyan genotípust biztosítsanak, amely rendelkezik a kívánt tulajdonságokkal: a hibridizációhoz szükséges pollen; egyedi és egyedi magvak, beleértve azokat is, amelyek nem bírják a kiszáradást; különböző növényfajok transzformált, mutáns, hibrid sejtjei, amelyek képesek in vitro morfogenezisre; zigóta és szomatikus embriók stb. Jelenleg több mint 30 faj tenyésztett sejtjére, kalluszkultúrákra (kb. 10 faj), izolált protoplasztokra (8 faj), merisztémák (25 faj) és szárcsúcsokra (13 faj) dolgoztak ki mélyhűtési feltételeket. Ebben az irányban a prioritás az Orosz Tudományos Akadémia Növényfiziológiai Intézetét és különösen a Prof. R. G. Butenko.

A mélyhűtéssel kapcsolatos munkák során mindenekelőtt figyelembe kell venni a növényi sejtek sajátosságait: kis vakuólumú és alacsony víztartalmú kis sejteket kell kiválasztani; a növényi sejtek fagyasztására és utólagos felolvasztására vonatkozó megközelítések kidolgozása minden egyes esetben. A mélyhűtés során számos nehézséggel kell szembesülni, amelyek közül az egyik a fagyott sejtek és szövetek ozmotikus stressztől való védelméhez, valamint a sejten belüli jégkristályok képződése és növekedése következtében fellépő szerkezetek mechanikai roncsolásához kapcsolódik. Ugyanakkor helyesen kell kiválasztani azokat a körülményeket, amelyek biztosítják a sejtek magas túlélését a felolvasztás és a regenerálás során.

Az ilyen irányú munkák sokfélesége ellenére mégis felvázolták a mélyhűtés alapjául szolgáló gyakori technikákat: a sejtek fagyasztás előtti kezelését, krioprotektánsok használatát, bizonyos fagyasztási rend betartását 0 és –40°C között (ritka esetekben akár -70°C). C), valamint a tárgyak felolvasztására vonatkozó különleges óvintézkedéseket.

A mélyhűtési folyamat általában a sejttenyészet fagyasztásra való előkészítésével kezdődik. Ezt többféleképpen lehet elérni, a sejtek tenyésztésével különböző ozmotikusan aktív anyagokat tartalmazó táptalajokon: mannit vagy szorbit 2-6%-os koncentrációban, aminosavak, és ezek közül is elsősorban a prolin A növényi sejtekben a vízmegkötés széles körben ismert, csakúgy, mint az y-aminovajsav.

Az ozmotikus és mechanikai stressz okozta sejtkárosodást csökkentő krioprotektánsok kiválasztása empirikusan történik a legkisebb toxicitás és az optimális hatás elve szerint. Az összes ismert fagyvédő szerek között vannak olyan anyagok, amelyek könnyen behatolnak a sejtekbe, mint például a dimetil-szulfoxid (DMSO, 5-10%), a glicerin (10-20%), valamint a nem áthatoló, nagy molekulatömegű polivinil-pirrolidon (PVP), dextrán, polietilénglikol (PEG), molekulatömege 6000.

A mélyhűtésben nagy jelentősége van a helyesen kiválasztott fagyasztási módnak 0 és –40 °C között. Általános szabály, hogy minden tárgy esetében 0,5–1 °C/perc fagyasztási sebesség van beállítva, és ezt a munkát speciális berendezéseken végzik. amely a szoftver lefagyását biztosítja. Az ilyen eszközöket a Kriobiológiai és Kriomedicinai Problémaintézetben (Kharkov) egy speciális tervezési technológiai iroda állítja elő, kísérleti gyártással.

Így a lassú fagyasztás és a krioprotektánsok alkalmazása lehetővé teszi a sejt felszabadítását a szabad víztől, és –40°C-on a sejtek teljesen kiszáradnak, ami lehetővé teszi a további fagyasztás elvégzését, vagyis az ampullák növényi anyaggal való bemerítését. folyékony nitrogénben.

Az anyag folyékony nitrogénben való tárolása gyakorlatilag korlátlan. Például az Orosz Tudományos Akadémia Növényélettani Intézetének kriobankjában a sárgarépa sejteket folyékony nitrogénben körülbelül 20 évig, a burgonya merisztémákat több mint 10 évig tárolják stb.

A folyékony nitrogénben történő tárolás után a sejtek életképességének felolvasztása és tesztelése a mélyhűtési technológia utolsó lépése. Ha a fagyasztást lassan, fokozatosan végezzük, akkor a felengedést a lehető leggyorsabban kell elvégezni. Ehhez az ampullákat 40 ° C-os, néha 60 ° C-os vízfürdőbe helyezzük, és addig tartjuk, amíg az utolsó jégkristály teljesen el nem tűnik.

A sejtek felolvasztás utáni életképességének meghatározására a legegyszerűbb, leggyorsabb és meglehetősen kielégítő módszert alkalmazzák - létfontosságú festékkel (0,1% fenoszafranin vagy 0,25% Evans-kék oldat) történő festés, amelynek eredményeként az elhalt sejtek megfestődnek, de az élők. ők nem. A végső kritérium természetesen a sejtnövekedés és -osztódás egyértelmű újraindulása a kiolvasztás után mesterséges tápközegen végzett rekultiváció során.

Kísérletileg kimutatták, hogy a folyékony nitrogénben történő tárolás után a sejtek nem veszítik el osztódási, növényi regenerációs képességüket, nem csökken a másodlagos metabolitok (termelő sejtek) szintézisének termelékenysége stb. Így az Orosz Tudományos Akadémia Növényfiziológiai Intézete a burgonyatermesztésért felelős NPO-val közösen módszereket dolgozott ki négy burgonyafajta merisztémájának mélyhűtésére, és megmutatta annak lehetőségét, hogy a tárolt merisztémák 20%-ából egész növények regenerálhatók, ami szántóföldre ültetve nem különbözött minden tulajdonságában, beleértve a növekedési sebességet és a termelékenységet is, a közönséges kémcsöves növényektől (S. Manzhulin et al., 1982). A mélyhűtés technikájáról további részletek találhatók A. S. Popov áttekintő dokumentumaiban.

Így a növényi tárgyak mélyhűtésével kapcsolatos technológia fejlődik és folyamatosan javul. Ennek a technológiának kétségtelenül megvan a maga jövője, hiszen a kriobankok még ma is nagyban megkönnyíthetik a nemesítők munkáját, lehetőséget adva számukra a fajta génállományának széles körben történő felhasználására, beleértve a régi szelekciót és a vadon élő fajokat, valamint a veszélyeztetett növényfajokat.



V. V. Rogovaja, M. A. Gvozdev

A KŐTERMÉNYEK MIKROKLONÁLIS SZAPORODÁSÁNAK JELLEMZŐI IN VITRO KÖRÜLMÉNYEK KÖZÖTT

A cikk bemutat egy áttekintést, amely a csonthéjas gyümölcsök in vitro rendszerben történő mikroszaporítási módszereinek jellemzőit tárgyalja. Különös figyelmet fordítanak a hónaljrügyekkel történő szaporításra, valamint a cseresznye, cseresznye, őszibarack és sárgabarack levélexplantátumaiból származó járulékos hajtások regenerálására. Szóba kerül a növények különféle kórokozóktól való gyógyítása, valamint a csonthéjasok növényi anyagának vírusfertőzések jelenlétének vizsgálata.

Először Georges Morel francia tudós végzett mikroszaporítást orchideákon a huszadik század 50-es éveiben. Munkáiban a növények csúcsi merisztémája művelésének technikáját alkalmazta. Az így kapott növények vírusfertőzéstől mentesek voltak.

Hazánkban a Növényélettani Intézetben a 60-as években kezdődtek meg a növények merisztéma módszerrel és klonális mikroszaporítással történő javításával kapcsolatos kutatások. K. A. Timiryazev, a Szovjetunió Tudományos Akadémia.

Mikroklonális szaporítás - olyan in vitro növények előállítása, amelyek genetikailag azonosak az eredeti explantátummal (a növények vegetatív szaporításának módszere in vitro tenyészetben). A mikroszaporítás a szomatikus növényi sejt egyedülálló tulajdonságán – a totipotencián – alapszik – a sejtek azon képességén, hogy teljes mértékben ki tudják használni az egész szervezet genetikai potenciálját.

Jelenleg annak fontossága különféle módszerek Mezőgazdasági kultúrák mikroklonális szaporítása (elsősorban vegetatívan szaporított) in vitro rendszerben: szaporítás hónalj és járulékos rügyekkel, indirekt morfogenezis, szomatikus embriogenezis.

Ezen módszerek használata lehetővé teszi:

A kiválasztási folyamat felgyorsítása, melynek eredményeként a piacképes termékek megszerzésének határideje 10-12 év helyett 2-3 évre csökken;

Rövid időn belül nagy mennyiségű egészséges, vírusmentes, az anyanövénnyel genetikailag azonos anyagot kapni;

Laboratóriumi körülmények között dolgozzon, és egész évben támogassa az aktívan növekvő növényeket;

A növények szaporítása gyakorlatilag a külső környezettel való érintkezés nélkül, ami kiküszöböli a káros abiotikus és biotikus tényezők hatását;

Szerezze meg a maximális számú növényt területegységenként;

Rövid időn belül nagyszámú, nehezen szaporítható vagy vegetatívan nem szaporítható növény beszerzése;

Hosszú juvenilis fázisú növények termesztése esetén felgyorsítható az átmenet a fiatalkoriból a szaporodási szakaszba;

Hosszú ideig (1-3 éven belül), hogy a növényi anyagot in vitro körülmények között tartsák (friss táptalajon való áthaladás nélkül),

Bankok létrehozása a növények értékes formáinak és egyes szerveiknek hosszú távú tárolására;

Módszerek kidolgozása in vitro fertőtlenített anyagok mélyhűtésére.

A csonthéjas gyümölcsök mikroszaporításának szakaszai és a vírusfertőzések jelenlétének vizsgálata

A mikroszaporítás folyamata több szakaszból áll. A főbbek a következők:

1. szakasz - az explantátum bejuttatása a tenyészetbe in vitro;

2. szakasz - mikroszaporítás;

3. szakasz - a mikrohajtások gyökeresedésének folyamata;

4. szakasz - a gyökeres növények kilépése steril körülményekről nem sterilre.

A növények in vitro mikroszaporításának fontos lépése a növények vírusmentes anyaformáinak termesztése termesztőházakban vagy téli üvegházakban elkülönített dobozokban, vírusvektorok számára hozzáférhetetlen körülmények között. Az in vitro tenyészetbe történő későbbi bejuttatáshoz az explantátum donor növényeket vírusos, mikoplazmás és bakteriális fertőzések jelenlétére kell vizsgálni PCR diagnosztikai módszerekkel, akár molekuláris hibridizációval, akár enzim immunoassay-vel (ELISA).

Az ELISA módszer lehetővé teszi a csonthéjas termést fertőző vírusok túlnyomó többségének rövid időn belüli kimutatását: a szilvatörpe vírus, a csonthéjas gyümölcsök nekrotikus gyűrűfoltos vírusa, a szilva cápa potyvírus, a cseresznyelevél göndörödésének nem povírusai. Az ELISA-val kontaktvírusoktól mentesnek talált klónokat ezután alapvizsgálatnak vetik alá, amely szerológiai teszteket és indikátornövényeken végzett tesztet tartalmaz. A vírusoktól és egyéb szabályozott kórokozóktól mentesnek talált növényeket a vizsgálatok eredménye szerint a "vírusmentes" alapklónok kategóriába sorolják. Ha fertőzést észlelnek, az eredeti növények rehabilitálhatók. A csonthéjas növények vírusoktól való helyreállításához a legcélravezetőbb a szárazlevegős hőterápia és az in vitro tenyésztés módszereinek kombinálása. Ha az izolált apikális merisztémák tenyészetében nem sikerül megszabadulni a vizsgált vírusoktól, kemoterápiás módszereket alkalmaznak, amelyek olyan vegyszerek tápközegbe juttatásán alapulnak, amelyek gátolják a vírusfertőzés kialakulását a növényekben in vitro.

Néha a bakteriális mikroflóra aktív azonosítása érdekében a tápközeget különféle szerves adalékokkal, például kazein-hidrolizátummal dúsítják, amely szaprofita mikroorganizmusok fejlődését provokálja. A fertőzést 7-10 nap elteltével vizuálisan értékeljük. A "tiszta" explantátumokat táptalajra helyezzük további tenyésztés céljából. Gyakorold ebben a szakaszban és a növekedési anyagoktól mentes környezet használatát.

A csonthéjasok in vitro tenyésztésének és mikroszaporításának bemutatása

A gyümölcsös csonthéjas növények klonális mikroszaporítása során általában az apikális és oldalrügyeket, valamint a merisztémás csúcsokat használják explantátumforrásként. Az apikális merisztéma izolálását általánosan elfogadott módszerek szerint végezzük a növényi anyag fokozatos sterilizálása után.

Csonthéjas növények mikroszaporításához különféle táptalajokat használnak: cseresznye mikroszaporítására - Pierik, Gautre, White, Heller táptalajok, cseresznyéhez és szilvához - Rosenberg-féle gyümölcsnövényekhez és szilvához módosított táptalajok - Lepoyvre és B5 táptalajok. A cseresznye, cseresznye és szilva mikroszaporítására azonban a Murashige-Skoog (MS) táptalaj a legalkalmasabb.

A csonthéjas gyümölcsök mikroklonális szaporítási stádiumától függően 0,2-2 mg/l koncentrációban 6-benzilaminopurint (6-BAP) adnak a táptalajokhoz. Az in vitro tenyészetbe való bejuttatás szakaszában a citokinint alacsonyabb koncentrációban használjuk - 0,2 mg/l BAP-t. A hónaljrügyek elszaporodásának indukálására a maximális hajtásszám elérése érdekében a cseresznye mikronövényeket BAP hozzáadásával 0,5-2 mg/l, a szilva mikronövényeket 0,5-1 mg/l BAP koncentrációban neveljük.

A mikrohajtások gyökeresedésének folyamata

A gyökeresedés szakasza különös figyelmet igényel. A csonthéjas növények in vitro hajtásainak gyökeresedésének folyamata a fajtajellemzőktől, az elvégzett passzázsok számától, az auxin koncentrációjától és típusától, valamint alkalmazásának módjától függ. A csonthéjas növények teljesen kialakult mikronövényeinek előállításához a rizogenezis folyamatait megakadályozó 6-BAP-t kizárják a táptalajból, és auxinokat, elsősorban β-indolil-3-vajsavat (IMA) juttatnak a táptalajba. Megállapítást nyert, hogy az IMC optimális koncentrációja a táptalaj összetételében 0,5-1 mg/l tartományban van. Az IMC jelenléte a táptalajban 2 mg/l koncentrációban hipertrófiás gyökerek kialakulását okozza.

A ribav készítmény (1 ml/l) és a hagyományos fitohormon auxinok [IMA és β-indolecetsav (IAA) egyenként 0,5 mg/l] együttes bevitele a gyökerező táptalajba számos kőfajtánál megnöveli a hajtás gyökeresedésének százalékos arányát. gyümölcsnövények.

A gyökérképződést indukáló szerek: IAA, IAA és α-naftil-ecetsav (NAA) összehasonlító vizsgálata során az IAA magas hatékonyságát mutatták ki 6,0 mg/l koncentrációban. A legtöbb gyökeres cseresznye mikrodugványt NAA-t tartalmazó táptalajon kaptuk. Ugyanakkor a hajtások alapterületén intenzív kallusznövekedés következett be, ami megnehezítette a gyökeres kémcsöves növények nem steril körülményekbe való átvitelét.

A csonthéjasok kémcsöves növényeinek hatékony gyökeresedéséhez nemcsak a stimuláns típusa, hanem az alkalmazásának módja is nagy jelentőséggel bír. A rizogenezis indukálására az auxinok tápközegbe juttatása mellett a hajtások előzetes áztatása steril vizes IBA (25-30) mg/l 12-24 órás expozíció mellett történik. Az elvégzett kísérletek azt mutatták, hogy a mikrometszetek kezelése IBA vizes oldatával hatékonyabb, mint ennek a szabályozónak a táptalajba való bejuttatása. Az első járulékos gyökerek tömeges megjelenését rizogenezis-induktorral végzett előkezeléssel a 20-25. napon észleltük. A rizogenezis kiváltásának másik módja a csonthéjas termések hajtásainak kezelése 0,125%, 0,25% koncentrációjú talkum-auxint tartalmazó IMC-porral és 0,25%, 0,5% IAA-val. Hormonális por alkalmazásakor megfigyelték a rizogenezis induktorok alkalmazásának nagy hatékonyságát és gyárthatóságát. De a különböző koncentrációjú auxint tartalmazó IMC talkum fajtaspecifikusságot mutatott ki a szilva mikrodugványok gyökereztetésében.

A rizogenezis folyamata legintenzívebben módosított MS és White táptalajokon megy végbe. Más források szerint a legjobb táptalaj a gyökérképződéshez a Heller makrotáptalajok hozzáadott vitaminokkal és félig hígított MS táptalaj csökkentett, 15 mg/l-es szacharóztartalommal és a mezoinozitol kivételével, amely elősegíti a kalluszszövet képződését. A legtöbb munkában azonban a Murashige és Skoog táptalajt használják csonthéjas gyümölcsök mikrohajtásainak gyökerezésére.

Mikroszaporítási módszerek

Számos módja van a növények in vitro mikroszaporításának:

Szaporodási módszerek hónaljrügyekkel;

A járulékos rügyek általi szaporítás módjai;

Közvetett morfogenezis;

szomatikus embriogenezis.

Bármilyen típusú in vitro regeneráció esetén négy tényezőcsoport különíthető el, amelyek meghatározzák annak sikerességét: az eredeti szülőnövény genotípusa és állapota; a termesztés feltételei és módjai; tápközeg összetétele; az explantátum steril tenyészetbe való bejuttatásának jellemzői.

A genotípus hatása a mikroszaporítás hatékonyságára

A mikroszaporítás hatékonyságát leginkább a genotípus befolyásolja. A növények aszeptikus termesztés körülményeire való reakciója a fajtajellemzőktől függ, és a gyümölcs- és bogyós növények fajtáinak eltérő regenerációs képességével magyarázható. Például, amikor a klonális mikroszaporítást új cseresznyefajták gyors szaporítására alkalmazzák, a fajtajellemzők a domináns tényezők a növények mikroszaporítási képességében.

A fajtakülönbségek mind a szaporodás, mind a gyökérképződés szakaszában megmutatkoztak.

Ugyanazon gyümölcsfajok különböző fajtáinak explantátumai között gyakran eltérő mértékben nyilvánul meg a táptalajban lévő növekedésszabályozókkal szembeni reakció, ami bizonyos mértékig nyilvánvalóan tükrözi a növekedési anyagok endogén tartalmát, ami a faj vagy fajta genetikailag meghatározott tulajdonsága. Ugyanakkor a morfogenetikai potenciál megvalósulását az embriók in vitro tenyésztésében, a Cerasus vulgaris, C. maackii, C. fruticosa, Padus racemosa fajok közötti hibridekben elsősorban a genotípus, illetve kisebb mértékben a a tápközeg összetételétől függött.

Termesztési feltételek

Egy másik tényező, amely meghatározza a növények mikroszaporításának sikerességét, a termesztés feltételei. Optimális feltételek csonthéjas növények termesztése: hőmérséklet 22-26 ° C cseresznye, cseresznye és 26-28 ° C - szilva, megvilágítás 2000-5000 lux - cseresznye, cseresznye és 3500 lux szilva 16 órás fényperiódussal. A mikronövényeket klímakamrákban vagy ellenőrzött helyiségekben kell nevelni.

Megjegyzendő, hogy a szaporodási szakaszban lévő meggyfajtáknál a szaporodási tényező növelése és a gyökeresedésre alkalmas hajtások arányának növelése biztosíthatja a tápközegek váltakozó ásványi összetételű bevitelét és a kék fényű lámpák használatát ( LP 1) . A csonthéjas növények nagyszámú - akár 30 - hajtása is kialakítható a regeneránsok vízszintes tájolásával. A szaporodási tényező növelése érdekében az első járatokban a csonthéjas gyümölcsök rügyeinek és hajtásainak konglomerátumait nem lehet külön egységekre osztani, hanem teljesen át lehet vinni egy friss tápközegbe. Ennek a technikának a használatakor a szorzótényező értéke meredeken emelkedik, és fajtától függően elérheti a 40-70-et passzázsonként.

A hónaljrügyekkel történő szaporítás módja indirekt morfogenezis

A mikroszaporítás legmegbízhatóbb módja a hónaljrügyek fejlesztésével történő növényregeneráció. A módszer előnye az eredeti genotípus viszonylag gyors reprodukálása, miközben biztosítja a legmagasabb fenotípusos és genotípusos stabilitást. Az in vitro mikroszaporítási módszerben rejlő lehetőségeket a táptalajokhoz citokininek hozzáadásával valósítják meg, amelyek gátolják a szár apikális rügyének fejlődését és serkentik a hónaljrügyek kialakulását.

A meggy izolált apikális merisztémák tenyésztésével történő mikroklonális szaporításának folyamata az apikális dominancia megszűnésének jelenségén alapul, amely hozzájárul a már meglévő merisztémák későbbi fejlődéséhez, és biztosítja az ültetési anyag genetikai homogenitását.

riál. Az apikális dominancia eltávolítása citokininek hozzáadásával érhető el. Sok cseresznyefajtát a csúcs magas mitotikus aktivitása jellemez, ami hozzájárul a rügyek és oldalsó mikrohajtások elágazó konglomerátumának kialakulásához.

Az in vitro nyert anyag genetikai stabilitása a szaporodási modelltől függ. A termésköves növények szaporodási folyamata a hónaljmerisztémák elszaporodásával jár. A genetikai stabilitás a merisztéma velejárója, amely in vitro megőrizhető, ha az utóbbit olyan körülmények között termesztik, amelyek gátolják a kalluszképződést. Ha a kalluszképződést serkentő közeget használunk, akkor genetikai variabilitás léphet fel.

A magasabb szaporodási faktorok elérése érdekében a tápközeget gyakran a citokinin jellegű készítmények mellett az auxin csoportba tartozó anyagokkal is dúsítják, amelyek serkentik a kalluszszövet fejlődését. E két gyógyszer kombinációit használják a kalluszszövetekben az organogenezis indukálására. A kallusz-hajtás rendszerben a hajtás szervezett felépítése befolyásolhatja az organogenezis folyamatait, serkenti a kalluszsejtek merisztematikusodását, amely megváltozott tulajdonságú szerveket eredményezhet. A tápközeghez adott növekedésszabályozók mennyiségének egyszerű változtatása a maximális sejtproliferáció elérése érdekében befolyásolhatja a kapott anyag genetikai stabilitását.

Az adventív rügyek szaporodási módja és indirekt morfogenezis

A véletlen rügyeket olyan rügyeknek nevezzük, amelyek közvetlenül a növényi explantátumok szöveteiből és sejtjeiből származnak, általában nem képezik azokat. Az adventív (vagy adnexális) rügyek merisztéma zónáiból képződnek, leggyakrabban másodlagosan a kalluszszövetekből. A merisztémás és nem merisztémás szövetekből (levelek, szárak) véletlen rügyek keletkezhetnek. A járulékos rügyek kialakulását számos növényfajban a citokininek és az auxinok magas aránya idézi elő a tápközegben.

Az explantátum szomatikus növényi sejtjeiből a hajtások, gyökerek vagy embrioidok regenerációja történhet közvetett regenerációval - kalluszképződéssel és hajtásképzéssel, vagy "közvetlen" regenerációval, amikor az explantált sejtek kalluszszövetek kialakulása nélkül válnak képesek regenerálódni.

Adventív hajtások képződhetnek különféle csonthéjas gyümölcsök és gyümölcskultúrák leveleinek, levélnyéleinek, gyökereinek és egyéb növényi szerveinek explantátumain. A növények klónozására bizonyos esetekben közvetlenül az explantátumból származó hajtásokat alkalmazzák, de ebben az esetben genetikailag instabil növények jelenhetnek meg. Ezért ez a növényregenerációs módszer felhasználható genetikailag változatos növények indukálására.

A levéllemez különböző részeiből regenerálódó hajtások indukálhatók, de a szövetek rendelkeznek a legnagyobb regenerációs képességgel.

a levél alapja, mivel a levéllemez ezen zónájában találhatók a legaktívabb merisztematikus sejtek. Figyelembe kell venni azt is, hogy a levelek morfogenetikai potenciálja növekszik, ha a szár teteje felé helyezkednek el. Az adventív hajtások jobban regenerálódnak a fejlődő levelek fiatal merisztémás szövetéből. Idősebb levelek használata esetén azonban sokkal nagyobb valószínűséggel fordulnak elő génmódosított hajtások.

A csonthéjas termések, mint a cseresznye, cseresznye, őszibarack, sárgabarack hajtásainak regenerálásához az eredeti explantátumokból (egész levelek és szegmenseik) különféle táptalajokat használnak: Murashige-Skoog (MB), Lloyd és Mac Cone ( WPM), Driver és Kuniyuki (DKW), Kuren és Lepuavr (QL).

A cseresznye és a cseresznye véletlenszerű regenerációjával kapcsolatos kísérletekhez leggyakrabban a Lloyd and McCone's fás szárú növények táptalajt, a Woody Plant Mediumot (WPM) használják, amelyet különféle növekedésserkentő szerekkel egészítenek ki. Citokininek közül elsősorban a 6-BAP-t, a tidiazuront (TDZ), az auxinokból - NAA-t, IMC-t, 2,4-diklór-fenoxi-ecetsavat (2,4-D) használnak.

Fontos megjegyezni, hogy a külföldi kutatók között nincs egyetértés a TDZ hajtásregenerációban való alkalmazásának hatékonyságát illetően a BAP-hoz képest, az explantátum típusát (egész levelek, keresztirányú vágással vagy szegmentálva) és a termesztés módját illetően. explantátumok (abaxiális vagy adaxiális felszín). fel).

Magas százalékos regenerációt figyeltek meg a cseresznye egész leveles explantátumaiban (a levél központi ereje mentén keresztirányú vágással), amelyeket abaxiális (alsó) felülettel felfelé helyeztek el 2,27 vagy 4,54 |M TDZ + 0,27 |M TDZ + 0,27 | M NUK.

Másrészt a munka azt mutatja, hogy a BAP hatékonyabb a TDZ-nél a növények cseresznye- és cseresznyelevélből történő regenerálásában, és hogy a BAP és a NAA 2 mg/l és 1 mg/l koncentrációban az optimális kombináció a cseresznye és a cseresznye növényi növekedésszabályozói. A regeneráció legnagyobb gyakoriságát a WPM táptalajon kaptuk, bár ez jobban stimulálta a kalluszogenezist, mint az MS, QL, DKW. Feltártuk a kalluszképződés hatékonyságának a levélszegmensek típusától való függését. Így a kalluszképződés legmagasabb aránya a középső levélszegmensekben volt megfigyelhető; a legalacsonyabb értékek az apikális szegmenseken voltak, és közvetlen regeneráció (kalluszképződés nélkül) a bazális szegmenseken volt megfigyelhető.

A feketecseresznye (Prunus serótina Ehrh.) adventív regenerációja gyakrabban fordult elő, ha a levélexplantátumokat TDZ-vel kiegészített WPM táptalajon termesztettük, mint a módosított DKW táptalajhoz képest.

A vadcseresznye (Prunus avium L.) véletlen regenerációjának hatékonyságát jelentősen befolyásolta az explantátum mérete. Az eredmények azt mutatták, hogy a levélexplantátum mérete kritikus a járulékos hajtások kialakulásában, a 3-5 mm hosszú levelek alkották a legtöbb járulékos hajtást. A vadcseresznye véletlen regenerálásához 0,54 tM NAA-val és 4,4 tM TDZ-vel kiegészített WPM-et használtunk.

Egy speciális termesztés előtti előkezelés (5 mg/L 2,4-D-vel való áztatás egy napig) hatékony volt a cseresznyelevél-explantátumok járulékos hajtásainak kiváltásában. A levélexplantátumok későbbi tenyésztése 5 mg/l TDZ-vel kiegészített WP regenerációs agar táptalajon növelte az esetleges cseresznyeregeneráció hatékonyságát. A cseresznye fiatal levelei nagyobb regenerációs képességet mutattak, mint a régiek.

Meg kell jegyezni az etilén inhibitorok jelentős hatását a különféle sárgabarackfajták leveleinek véletlen regenerációjára. Például a munkában kimutatták, hogy az etilén-inhibitorok (ezüst-tioszulfát vagy amino-etoxi-vinil-glicin) alacsony kanamicintartalommal együtt történő alkalmazása több mint 200%-kal növeli az esetleges regenerációt. A tiszta agar használata javította a sárgabaracklevél regenerálódását is, összehasonlítva az agar-gél vagy agaróz használatával. Ebben a munkában LQ, DKW médián végeztek vizsgálatokat TDZ-vel és NUK-val kiegészítve. A levelek termesztésének módja - adaxiális felület a környezethez.

Olasz kutatók egy járulékos regenerációs módszert fejlesztettek ki egész őszibarack levelekből, amelyeket sötétben inkubáltak 6-BAP-pal és NAA-val kiegészített táptalajon. A vizsgálatok során különböző tápközegek makrosóinak és mikrosóinak kombinációit alkalmazták MS szerint, Quoirin, Rugini és Muganu, mindkét citokinin - 6-BAP és TDZ, valamint a levéltenyésztés módszere - a regenerációs tápközeggel érintkező adaxiális felület. A kallusz a levélnyél tövében fejlődött ki. Ezen a kalluszon auxinmentes táptalajba helyezés és fény melletti tenyésztés után járulékos hajtások jelentek meg. A kallusz morfogenetikai képessége több hónapig megmaradt. Ezekben a vizsgálatokban az őszibarack járulékos hajtásai közvetett morfogenezis révén jelentek meg.

A közvetett morfogenezis magában foglalja a vesék másodlagos differenciálódását a kalluszszövetektől. Különféle explantátumokat használnak a kallusz kialakítására, amelyből aztán hajtások képződnek. Ahhoz, hogy évelő növényekből morfogén kalluszokat kapjunk, a hajtások tetejét vagy a belőlük izolált merisztematikus szövetek metszeteit kell venni. Az ilyen rendszer a növények in vitro mikroszaporítására a genetikai instabilitás miatt nem javasolt. Az indirekt morfogenezis fontos a szomaklonális variabilitás tanulmányozása és a szomaklonális változatok előállítása szempontjából.

Nagy-Britanniában a Maidstone kísérleti állomás élettani osztályán a Colt cseresznye alanyában a növények szár- és levélkalluszból történő regenerációját vizsgálták. A kallusz iniciációt 2,0-10,0 mg/l NAA-t tartalmazó Mourasige-Skoog táptalajon végeztük. A kapott kaluszt 0,5 mg/l koncentrációban BAP-t tartalmazó regenerációs tápközegbe visszük. Ebben a cseresznye alanyban lehetőség nyílt bőrkeményedésből származó hajtások regenerációjára.

Az I. V. Michurinról elnevezett Központi Genetikai Laboratóriumban gyökérképződést figyeltek meg a cseresznye egynyári hajtásaiból nyert passzivált kalluszszövetek tenyészetében. Növekedésszabályozókkal ellátott táptalajba helyezéskor merisztematikus képződmények megjelenését figyelték meg.

Szomatikus embriogenezis

A növények in vitro mikroklonális szaporításának másik módja a szomatikus embriogenezis, a csíraszerű struktúrák szomatikus (nem ivaros) sejtekből történő kialakulásának folyamata. Szomatikus embrió - a szövethez fizikailag nem kötődő, független bipoláris struktúra, amelyből struktúra alakul ki, amelyben a szár és a gyökércsúcs egyidejűleg fejlődik.

A sejtek, szövetek és szervek tenyészetében szomatikus embriók képződése történhet közvetlenül vagy közvetve. Közvetlen szomatikus embriogenezis - vegetatív embrió kialakulása az explantált szövet egy vagy több sejtjéből, közbenső kallusz kialakulásának szakasza nélkül. A közvetett embriogenezis több szakaszból áll: az explantátum behelyezése a tenyészetbe, a kallusz növekedésének serkentése és a kalluszsejtekből preembriók kialakulása, a kallusz átvitele növekedési faktorok nélküli tápközegbe, hogy bipoláris embriókat képezzenek a preembriókból.

A munkában a cseresznye alanyok gyökereiből nyert kalluszból történő növényregeneráció lehetőségét vizsgálták. A kalluszokat vagy levágott gyökerekből, vagy steril körülmények között termesztett egész növényekből nyerték ki a cseresznye hajtásainak mikroklónozásával. A Colt cseresznye alanyában az ép növények gyökereiből nyert kallusz hajtásokat és embriószerű struktúrákat alkotott. A cseresznye kalluszokat BAP-val, HA-val és NAA-val kiegészített Murashige-Skoog táptalajon tenyésztettük. A hajtásképződés gyakorisága magasabb volt, mint a párhuzamosan vizsgált almafáké. A regenerálódó növényeket szövettenyésztéssel szaporítottuk és talajba ültettük. A cseresznye alanyokból nyert regenerált növények palántái fenotípusban nem különböztek az eredeti alanyoktól.

A cseresznyefajtákban (Prunus cerasus L.) a szomatikus embriogenezis indukálását figyelték meg, amikor az explantátumokat Murashige-Skoog táptalajon, auxinok és citokininek különféle kombinációival kiegészítették. A szomatikus embriogenezis főként 2,4-D és kinetin kombinációjának alkalmazásakor fordult elő. A szomatikus embriogenezis indukcióját akkor is megfigyelték, amikor 0,1 mg/l IBA-t adtunk az induktív táptalajhoz. A NAA vagy 6-BAP alkalmazása csökkentette a szomatikus embriogenezis indukcióját és növelte az indirekt regeneráció gyakoriságát a cseresznyefajtákban (Prunus cerasus L.).

A genetikailag azonos utódok megszerzésének legmegbízhatóbb módjának mindmáig a köves termések hónaljrügyekkel történő mikroszaporítását tartják, összehasonlítva a szomatikus embriogenezissel, a járulékos rügyekkel történő szaporítással és a közvetett morfogenezissel.

1. Polevoy V. V., Chirkova T. V., Lutova L. A. et al. Workshop a növények növekedéséről és rezisztenciájáról: Tankönyv. SPb., 2001. S. 208.

2. Sorokina I. K., Starichkova N. I., Reshetnikova T. B., Grin N. A. A növényi biotechnológia alapjai. Növényi sejtek és szövetek kultúrája: Tankönyv. 2002, 45. o.

3. Chernets A. M., Abramenko N. M., Stakanova R. V. Gyümölcsfák és eper vírusmentes klónjainak hosszú távú in vitro tárolási módszerének kidolgozása // A nemzetközi konferencia absztraktjai: A tenyésztett sejtek biológiája és a biotechnológia. Novoszibirszk, 1988.

4. Romanova N. P., Ulyanova E. K. Az eper meriklonok in vitro tárolásáról // Az N. I. Vavilov Növényipari Kutatóintézet tudományos és műszaki közleménye. L., 1990. szám. 204. S. 75-79.

5. Orlova S. Yu. A cseresznyefajták biológiai jellemzői és nemesítési értéke Oroszország északnyugati részén: A dolgozat kivonata. dis. ... cand. biol. Tudományok. SPb., 2002. S. 20.

6. Niino Takao, Tashiro Kazuo, Suzuki Mitsuteru, Ohuchi Susumu, Magoshi Jun, Akihama Tomoya. A cseresznye és a cseresznye in vitro termesztett hajtásvégeinek mélyhűtése egylépéses üvegezéssel // Scientia Horticulturae. 1997. évf. 70. P. 155-163.

7. Vysotsky V. A. Gyümölcsnövények izolált szöveteinek és szerveinek tenyésztése: gyógyulás és mikroklonális szaporodás // Mezőgazdasági biológia: Havi tudományos és elméleti folyóirat. M., 1983. No. 7. S. 42-47.

8. V. V. Faustov, E. V. Oleshko, I. V. Zharkova, Z. M. Asadulaev és Kh.

B., Ismail H. Cseresznye mikroszaporítás // Proceedings of TSKhA. M., 1988. 5. szám, S. 131-148.

9. Növényi biotechnológia: sejtkultúra // Per. angolról. V. I. Negruk / Szerk. R. G. Butenko. M., 1989. S. 233.

10. Demenko V. I., Trushechkin V. G. Cseresznyeszaporítás in vitro módszerrel // Mezőgazdasági biológia: Havi tudományos és elméleti folyóirat. M., 1983. 7. sz.

11. V. I. Kashin, A. A. Borisova, Yu. N. Prikhodko, O. Yu. M., 2001. S. 97.

12. Shipunova A. A. Gyümölcsös növények klonális mikroszaporítása: Az értekezés kivonata. dis. ... cand. mezőgazdasági tudományok. M., 2003. S. 24.

13. Trushechkin V. G., Vysotsky V. A., Oleshko E. V. A csonthéjas gyümölcsök fajtáinak és alanyainak mikroszaporítása: Útmutató. M., 1983. S. 16.

14. W. D. sáv. Körte növények regenerációja hajtás merisztémacsúcsokból, Plant Sci. leveleket. 1979. évf. 16. szám 2/3. R. 337-342.

15. FossardR. A., Bourne R. A. A szövettenyésztési költségek csökkentése kereskedelmi szaporításhoz // Szövettenyésztés kertészeti célokra. Acta Hort. 1977. évf. 78. R. 37-44.

17. Oleshko E. V. A cseresznye alanyainak és fajtáinak klonális mikroszaporításának sajátosságai: A tézis kivonata. dis. ... cand. biol. Tudományok. M., 1985. S. 15.

18. Khaak E. R., Nuust Yu. O. A csonthéjas gyümölcsök klonális mikroszaporítása // Kertészet és szőlőtermesztés. M., 1989. No. 1. S. 27-29.

19. Dudchenko O.P. Regeneráció izolált szilvamerisztémák kultúrájában // A „Tenyésztett sejtek biológiája és biotechnológia 2” nemzetközi konferencia absztraktjai. Novoszibirszk, 1988. S. 358.

20. Kornatsky S. A., Vysotsky V. A., Trushechkin V. G. A csonthéjas gyümölcsök klonális mikroszaporításának problémái // Achievements in the fruit production in the Non-Csernozjom zóna az RSFSR: Szo. tudományos művek. M., 1991. S. 104-116.

21. Gyümölcs- és bogyós növények morfogenezisének és szövetszelekciójának indukálása: Irányelvek/ Szerk. V. E. Perfilieva. 1996, 73. o.

22. Svitailo A. M., Bondarenko P. E., Shevchuk N. S. Gyümölcsnövények alanyainak és fajtáinak klonális mikroszaporítása // A „Tenyésztett sejtek biológiája és biotechnológia 2” nemzetközi konferencia absztraktjai. Novoszibirszk, 1988. S. 346.

23. Trushechkin V. G., Vysotsky V. A., Kornatsky S. A. A csonthéjas növények klonális mikroszaporítása az egészséges ültetési anyagok termelési rendszerében // A Nemzetközi Konferencia absztraktjai: A termesztett sejtek biológiája és a biotechnológia 2. Novoszibirszk. 1988. S. 319-320.

24. Hammatt N., Grant N. J. Az érett brit vadcseresznye mikroszaporítása // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1997. évf. 47. P. 103-110.

25. Dzhigadlo M. I. Biotechnológiai és biofizikai módszerek alkalmazása a gyümölcs- és bogyós növények nemesítésében és fajtanemesítésében: Az értekezés kivonata. dis. ... cand. mezőgazdasági tudományok. Michurinsk, 2003, 25. o.

26. Ruzic D., Saric M., Cerovic R., Culafic I. A makroelemek koncentrációja, felvételük és a Gisela 5 cseresznye alany szaporodása közötti kapcsolat in vitro // Plant Cell Tissue Organ Cult. 2000 évf. 63. P. 9-14.

27. Kornatsky S. A. A szilva klonális mikroszaporításának sajátosságai a javított ültetési anyagok rendszerében: A dolgozat kivonata. dis. ... cand. mezőgazdasági tudományok. M., 1991. S. 24.

28. Dzhigadlo M. I., Dzhigadlo E. N. A cseresznye szaporítása apikális merisztéma módszerével // Gyümölcs- és bogyós növények választékának és progresszív termesztési módszereinek javítása: Gyűjtemény. Tula, 1988, 65-68.

29. Vysotsky V. A., Oleshko E. V. A tápközeg javítása a cseresznye klonális mikroszaporításához // Gyümölcsnövények agrotechnika és fajtatanulmánya: Szo. tudományos művek. M., 1985. S. 72-76.

30. Chernets A. M. Az ásványi táplálkozás hatása a cseresznyefajták in vitro proliferációjának intenzitására // A „Tenyésztett sejtek biológiája és biotechnológia 2” nemzetközi konferencia absztraktjai. Novoszibirszk, 1988. S. 343.

31. Nedelcheva S., Ganeva D. In vitro reprodukció három vegetatív szubsztrátumon a Prunus nemzetségből // Rasten. Tudományok. 1985. V. 22. No. 8. S. 98-104.

32. Boleriola-Lucas C., Millins M. G. Két francia aszalt szilvafajta (Prunus domesticaL.) mikroszaporítása // Agronomie. 1984. évf. 4. No. 5. R. 473-477.

33. Vysotsky V. A., Oleshko E. V. A mikrooltás alkalmazása csonthéjas termések klonális mikroszaporításában // Mezőgazdasági biológia. M., 1988. No. 4. S. 75-77.

34. Plaksina T.V. A biotechnológia alkalmazása a cseresznyenemesítésben az Altajban // A NIISS immár 70. évfordulójára szentelt tudományos és gyakorlati konferencia anyaga. M. A. Li-savenko: A kertészet fenntartható fejlődésének problémái Szibériában. Barnaul, 2003, 108-110.

35. Vysotsky V. A. The effect of some growth regulators on izolated meristematic tops of black currant // Gyümölcstermesztés és bogyótermesztés a nem csernozjom zónában: Gyűjtemény. M. 1979. IX. kötet. 101-107.

36. LutovaL. A. A magasabb rendű növények biotechnológiája: Tankönyv. SPb., 2003. S. 227.

37. Vysotsky V. A. A genetikai stabilitásról a gyümölcs- és bogyós növények klonális mikroszaporítása során // Mezőgazdasági biológia. 1995. No. 5. S. 57-63.

38. De Klerk G.-J. Arnholdt-Schmitt B., Lieberei R. Gyökerek, hajtások és embriók regenerációja: fiziológiai, biokémiai és molekuláris vonatkozások // Biology Plantarum. Vol. 39. No. 1. 1997. R. 53-66.

39. Tang H., Ren Z., Reustle G., Krczal G. Növényregeneráció édes- és meggyfajták leveleiből // Scientia Horticulturae. 2002. évf. 93. P. 235-244.

40. Bhagwat B., David Lane W. In vitro hajtásregeneráció a cseresznye (Prunus avium) "Lapins" és "Sweetheart" leveleiből // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. Netherlands. 2004. Vol. 78. P. 173 -181.

41. Gentile A., Monticelli S., Damiano C. Adventív hajtásregeneráció barackban, Plant Cell Reports. 2002. évf. 20. P. 1011-1016.

42. Takashina T., Nakano H., Kato R. Hatékony növényregenerációs kultúra in vitro termesztett cseresznye levélexplantátumaiból // Acta Horticulturae: XXVI International Horticultural Congress: Genetics and Breeding of Tree Fruits and Nuts. R. 622.

43. Burgos L., Alburquerque N. Az etilén-inhibitorok és az alacsony kanamicin-koncentráció javítja a sárgabaracklevelek véletlen regenerációját // Plant Cell Reports. 2003. évf. 21. P. 1167-1174.

44. Hammatt N., Grant N. J. Shoot regeneration from leaves of Prunus serotina Ehrh. (fekete cseresznye) és P. avium L. (vadcseresznye) // Plant Cell Reports. 1998. évf. 17. P. 526-530.

45. Grant Neil J., Hammatt Neil. Adventív hajtásfejlődés vadcseresznye (Prunus avium L.) leveleiből // Új erdők. Hollandia. 2000 évf. 20. P. 287-295.

46. ​​James D. E., Possey A. J., Mahotro S. B. Organogenesis in kallusz, amely alma és cseresznye alanyok szár- és levélszöveteiből származik, Plant Cell Tissue Organ Cult. 1984. évf. 3. 4. sz.

47. Tyulenev V. M., Naftaliyev N. M., Osipova L. V., Rastorguev S. L. Gyümölcsnövények értékes genotípusainak klonális mikroszaporítása // A "Tenyésztett sejtek biológiája és a biotechnológia 2" nemzetközi konferencia absztraktjai. Novoszibirszk, 1988, 320. o.

48. Jones O. P., Jacqueline A. Gayner és Watkins R. Növényregeneráció a Colt cseresznyegyökér (Prunus avium x P. pseudocerasus) és az M. 25 (Malus pumila) alma gyökértörzsének kalluszszövetkultúráiból // The Journal of Kertészettudomány. Anglia. 1984. évf. 59. No. 4. P. 463-467.

49. Tang Haoru, Ren Zhenglong, Krczal Gabi. Szomatikus embriogenezis és organogenezis három meggyfajta (Prunus cerasus L.) éretlen embriószikleveleiből // Scientia Horticulturae. 2000 évf. 83. P. 109-126.

V. Rogovaia, M. Gvozdev

Csonthéjas-gyümölcskultúrák IN VITRO KLONÁLIS MIKROSZAPORÍTÁSA

Az áttekintés a csonthéjas gyümölcs kultúrák in vitro klonális mikroszaporításának főbb szakaszaira és módszereire összpontosít. Különös hangsúlyt fektetnek a segédrügyszaporítási technikára és a meggy, cseresznye, őszibarack és sárgabarack levélexplantátumaiból történő véletlen hajtásregeneráció módszerére. Áttekintették a vírusfertőzésekre vonatkozó növényi anyagok vizsgálatának egyes szempontjait, valamint a genetikai stabilitás megőrzésének bizonyos problémáit a szaporítási modelltől függően.

Kéziratként

KHAPOVA Szvetlana Alekszandrovna

AZ EPERNÖVÉNYEK IN VITRO TERMÉSZÉSI KÖRÜLMÉNYEI ÉS AZ UTÁNI TERMELÉSI FELTÉTELEK

Specialitás 06.01.07 - gyümölcstermesztés

Moszkva 1997

A munkát az Összoroszországi Kertészeti és Faiskolai Kiválasztási és Technológiai Intézetben végezték.

Témavezető - a mezőgazdasági tudományok kandidátusa, V.A. Vysotsky.

Hivatalos ellenfelek: F. Ya. Polikarpova agrártudományok doktora; A mezőgazdasági tudományok kandidátusa, T. A. Nikitochkina.

A vezető vállalkozás az Orosz Tudományos Akadémia Fő Botanikus Kertje. M. N. Tsitsina.

Megtörténik a védekezés... ............ 1992

órakor a szakdolgozati tanács ülésén D

01.02.20-án az Összoroszországi Kertészeti és Faiskolai Szelekciós és Technológiai Intézetben a következő címen: 115598, Moszkva, Zag^b^sh st., 4, VTISP. Akadémiai Tanács

A disszertáció megtalálható az Összoroszországi Kertészeti és Faiskolai Szelekciós és Technológiai Intézet könyvtárában.

Szaktanács tudományos titkára, az agrártudományok kandidátusa

L.A. PRINEVA

A MUNKA ÁLTALÁNOS LEÍRÁSA

A téma relevanciája. Hazánkban az eper a legnépszerűbb bogyós növény. Megbecsülik érte korai időpontokérlelés.

A lakosság állandó és nagy igénye a friss eper és feldolgozott termékei iránt a magas ízletességnek köszönhető. Az epernek nagyszerű íze, finom textúrájú pépje és kellemes illata van, a cukrok és savak kiegyensúlyozott kombinációja – ez teszi desszert termékké.

Az 1980-as években a szamóca termőterülete 24 000 hektár volt, és ennek a termésnek a részaránya a bogyók által elfoglalt terület 40%-ára nőtt. A moszkvai régióban az eper a bogyók ipari telepítésének területének 45% -át foglalja el.

Jelenleg a nem-feketeföldi régióban, valamint egész Oroszországban a szamócakultúra komoly figyelmet igényel a termőterületek meredek csökkenése miatt, miután a növények zord télen lefagytak, és elterjedtek számos veszélyes gombás és vírusos betegség. Az új szamóca ültetvények lerakását nehezíti, hogy az ígéretes fajtákból nem áll rendelkezésre megfelelő mennyiségű javított ültetési anyag. Különösen a biotechnikai módszereket széles körben alkalmazzák a gyümölcstermesztés gyakorlatában az egészséges szamóca ültetési anyag előállítására és szaporodásának felgyorsítására.

Néhány évvel ezelőtt olyan megfigyeléseket végeztek, amelyek szerint a szövettenyészetben szomatikus sejtekből regenerált növények nem homogének, de jelentős genetikai variabilitást mutatnak. Ezt a változékonyságot "szomaklonális variabilitásnak" nevezik. Felmerül a kérdés, hogy a szomaklonális variabilitás a szomatikus sejtekben már meglévő genetikai különbségek megvalósulásának eredménye, vagy a táptalaj összetevői zavarják.

A táptalaj összetételének változtatásával, amelyen a különböző típusú növényeket termesztik, megváltoztatható fiziológiai állapotuk, fokozható és lassítható növekedésük, fotoszintézisük, fokozható a káros hatásokkal szembeni ellenállás.

A termesztett növény minden fajához, sőt fajtájához a tápközeg összetételét egyedileg kell kiválasztani. Ezenkívül egy környezet szükséges az aktív növekedés biztosításához, egy másik a szaporodáshoz, egy harmadik a növényvédelemhez, egy negyedik a gyorsuláshoz. Ezért a mezőgazdaságban minden egyes növény számára a célok figyelembevételével ki kell alakítani a tápközeg speciális összetételét, figyelembe véve az összetevők bizonyos egyensúlyát. Ezt a tényt bizonyítja, hogy a szamóca regenerációja során a tápközeg in vitro hatásának körülményeit tanulmányozzák a kutatás bővítésének fontossága és szükségessége.

A növények in vitro körülmények között történő termesztése lehetővé teszi számos környezeti tényező szabályozását: hőmérséklet, páratartalom, a nappali órák hossza és intenzitása.

A növénytermesztés és a kertészet termelékenységének és fenntarthatóságának növelésének egyik fő iránya jelenlegi szakaszában, az intenzív termesztési technológiák alkalmazása. A legtöbb esetben a gyomirtás kötelező technikájaként az ilyen technológiák közé tartozik az új generációs gyomirtó szerek alkalmazása, amelyeknek rendkívül hatékonynak kell lenniük, ugyanakkor ártalmatlannak kell lenniük az emberre és a környezetre.

A szamócanövények in vitro módszerrel történő termesztésének rendszere egyre aktuálisabb, hiszen az ültetési anyag értéke mérhetetlenül magasabb, mint a közönséges növényeké.

Éneklési és kutatási feladatok. A tanulmány célja a termesztési feltételek képességre gyakorolt ​​hatásának vizsgálata volt

különböző csoportok (közönséges, javító, semleges napos) szamóca az in vitro szaporításig és az azt követő növényi termelékenységig.

A cél elérése érdekében a következő feladatokat oldották meg:

1. Tanulmányozni a megvilágítás időtartamának hatását a mikroszaporítás szakaszaiban a biometrikus mutatókra.

2. Határozza meg a táptalajok különböző összetételének hatását az eper-explantátumok szaporodási tényezőjére!

3. Határozza meg a táptalajba juttatott herbicidek küszöbkoncentrációit a szomaklonális variánsok és transzformánsok utólagos szelekciójához a herbicid rezisztencia alapján!

4. Vizsgálni a kémcsöves növények nem steril körülmények közé való átvitelének időzítésének hatását a túlélésre.

5. Költeni összehasonlító értékelés módszerrel nyert eper fejlesztése

in vitro hagyományos módszerekkel termesztett növényekkel.

A kutatási eredmények tudományos újdonsága. A megvilágítási időszak jelentős befolyását a hajtások számára és hosszára, a levelek számára, valamint az in vitro vizsgált eperfajták explantátumaiban fejlődő gyökerek számára és hosszára mutatták ki.

Vizsgálták a nitrogén tápelemek hatását a szamóca explantátumok fejlődésére a szaporodási szakaszokban. Kísérletileg kimutatták a 6-benzil-aminopurin és a kinetin kombinált alkalmazásának lehetőségét az oldalirányú elágazódás serkentésére eperexplantátumokban. "

Eper szövettenyészetben először vizsgálták a herbicidek hatását a biometrikus mutatókra és a fejlődő explantátumok pigmentrendszerére.

Meghatározták a legkedvezőbb feltételeket a kémcsöves szamóca növények talajszubsztrátumba ültetésére téli fűtött üvegházakban.

A munka gyakorlati értéke. A kapott eredmények lehetővé teszik az eper klonális mikroszaporítási folyamatának optimalizálását, a munkaerőköltségek és a termelési költségek csökkentését a hagyományos technológiához képest.

Az optimális kifejezések használata a növények nem steril körülmények közé történő átvitelére lehetővé teszi az adaptált növények hozamának 20% vagy több növelését. A herbicidek azonosított szelektív koncentrációi felhasználhatók herbicidrezisztens formák létrehozására és transzgénikus növények előállítására.

A munka jóváhagyása. A disszertáció főbb rendelkezéseiről a „Fiatal tudósok a kertészetért Oroszországban” című összoroszországi találkozón számoltak be (Moszkva, 1995); a „Dendrológia, virágkertészet, gyümölcstermesztés, szőlőtermesztés és borászat problémái” című IV. Nemzetközi Konferencián (Jalta, 1996); a "18. Nemzetközi növényvédelmi szolgáltatások csoportos képzésén" (Thaiföld, Bangkok, 1996); a IV. Nemzetközi Tudományos-gyakorlati Konferencián "Nem hagyományos növénytermesztés, ökológia és egészség" (Szimferopol, 1997); a VII. Nemzetközi Konferencián "Növényi sejtek biológiája in vitro, biotechnológia és a génállomány megőrzése" (Moszkva, 1997); az Összszövetségi Állami Közgazdaságtudományi Intézet Akadémiai Tanácsa bogyós növények szakosztályának ülésein (1994-1997).

Kutatási eredmények publikálása. A disszertáció anyagai alapján hét tudományos cikk jelent meg.

A dolgozat terjedelme és felépítése. A dolgozat bevezetőből, három fejezetből, következtetésekből és ajánlásokból, valamint irodalomjegyzékből áll. A disszertáció szövege 133 lapon, gépelt szöveggel jelenik meg, 26 táblázatot tartalmaz, 20

rajzokat. A felhasznált irodalom listája itt:<лючает 237 наименований, в том числе 120 иностранных.

ANYAG ÉS KUTATÁSI MÓDSZEREK

A kutatás helye. A kísérleteket a Jaroszlavli Állami Egyetem Biológiai Karának laboratóriumában végezték. Demidova P.G. A kísérletek kiindulási anyagát a VTISP Gyümölcs- és Bogyós növények Szaporítási Tanszékének Biotechnológiai Laboratóriumában, a klonális mikroszaporítás standard módszerével nyertük.

Kutatási objektumok. A vizsgálat tárgyai eperfajták voltak: Mount Everest, Dukat, Genf, Zenga-Zengana, Profyugen, Rapella, Redgontlit, Tribute, Tristar, Holiday.

termesztési feltételek. Az explantátumokat tartalmazó edényeket fóliával és zsugorfóliával fedtük le, és 3000 g-os megvilágítás mellett, 24-26°C hőmérsékleten, 70-75%-os relatív páratartalom mellett tenyésztették. Fényforrások: LDC-20 típusú lámpák a világítótoronyban, 200, 500 W teljesítményű izzólámpák az üvegházban. Az üvegházban reggel és délután 2,5 ezer lux volt a megvilágítás, a nap közepén 4-5 ezer lux.

Speciális kísérletekben a fényperiódus regenerálódó növényekre gyakorolt ​​hatásának vizsgálatakor a termesztést 8, 12, 16, 24 órás nappali órákban végeztük.

A tápközeg ásványi és hormonális összetételének hatását a mikroszaporított növények későbbi termőképességére 16 órás napfényes és 1=25°C-os fényperiódus mellett vizsgáltuk. A megvilágítás erőssége 2500 lx.

Az ültetés, újratelepítés, a konglomerátumok külön hajtásokra osztása a KGO-1 lamináris doboz steril körülményei között, általánosan elfogadott módszerek szerint történt.

Az explantátumok állapotát egy speciálisan kialakított ötfokozatú skála szerint értékelték.

Az autoklávozás előtt a táptalajba herbicideket vittünk be az alábbi koncentrációkban, az előzetes kísérletek eredményei alapján:

a) szimazin, amely gátolja a fotoszintetikus elektrontranszportot, amely gátolja az oxigén felszabadulását a fotoszintézis során;

b) rauvdap, amely gátolja az aromás aminosavak szintézisét.

Kontrollként herbicideket nem tartalmazó táptalajt használtunk.

Az eper kémcsöves növények nem steril körülmények közötti ültetése két lépésben történt:

1, Először a gyökeres kémcső növényeket perlitbe ültettük át, és üvegedényekkel fedtük le a magas páratartalom fenntartása érdekében. Fokozatosan kinyíltak az üvegedények.

2. Majd körülbelül egy hónap elteltével ezeket az epernövényeket autoklávozott talajkeverékbe ültettük át, amely 1:1:1 arányban tartalmazott földet, tőzeget és homokat, és fűtött üvegházba helyeztük át.

Minden év májusában a növényeket nyílt talajra vitték. A növényeket fekete SUFMK-60 talajtakaró anyaggal borított talajba ültettük.

Számadások és megfigyelések. Az in vitro kísérletek során a következő mutatókat vettük figyelembe:

1) szorzótényező;

2) vegetatív szervek (levelek, rügyek, hajtások, gyökerek) regenerációja, figyelembe véve azok számát az sxplantán és a morfogenetikus reakciókat mutató explantátumok számát;

3) rügyek (vagy hajtások) gyökeresedése.

A szántóföldi regeneratív növényeknél a következő mutatókat vettük:

1) a bajuszok száma;

2) a levelek száma és területe, a szarvak, kocsányok, virágok száma,

3) a gyümölcsök súlya;

4) gyökeres socketek kimenete;

5) változások a levelek és a szárak morfológiájában;

6) klorofill-rendellenességek jelenléte.

EREDMÉNYEK ÉS MEGBESZÉLÉS

1. ábra Különböző fajtájú eperexplantátumok reakciója a megvilágítás időtartamára. A munka során meghatároztuk a mikroszaporítási rezsimek (8, 12, 16 és 24 órás) hatását a különböző fajtacsoportok növényeinek termőképességére. A legtöbb hajtásban explantátumok nőttek ki 24 órás megvilágítási periódus alatt. Az átlagos hajtásszám a szokásos csoportba tartozó fajtákban (Zgnga-Zengana, Dukat, Redgontlit) a kísérlet teljes időtartama alatt 8,9 - 7,0 - 7,4 db / explantátum, a javítócsoport fajtáiban (Mount Everest, Rapella) - 8 - 2,9 db/explantátum, a semleges napos csoportba tartozó fajtákban (Tristar, Tribute) - 8,2 - 7,9 db/explantátum. A Rapella explantátumok hajtásképző képessége minden megvilágítási időszakban nagyon alacsonynak bizonyult (1. táblázat).

A különböző szamócafajták explantátumaiból képződött növények állapotának felmérése a megvilágítási módtól függően azt mutatta, hogy a növények 16 órás megvilágítási periódus alatt fejlődtek a legjobban, például a 12 órás megvilágítási periódus alatt termesztett explantátumok állapota. 4,2 pont volt, 16 órásnál 4,7 pont, 24 órásnál 3,6 pont.

Asztal 1

A különböző eperfajták explantátumaiból képzett hajtások átlagos száma a megvilágítás időtartamától függően (db)

Fajták Világítás időtartama

8 óra/nap 12 óra/nap 16 óra/nap 24 óra

Mount Everest 4,0 5,3 8,0 15,0

Rapella 2,0 2,8 3,4 3,6

Dukat 4,3 5,0 7,8 11,0

Zenga-Zengana 4,5 6,3 9,1 14,8

Redgontlite 3,9 5,4 8,0 12,3

Tristar 5,4 6,7 8,5 14,2

Tisztelet 5,6 6,8 9,2 12,1

X 4,0 5,1 7,7 N,9

NSR05 interakció 1.2

A 12 és 16 órás megvilágítás mellett nyert növényeket nem steril körülményekhez igazítottuk.

A megfigyelések eredményei azt mutatták, hogy az in vitro 16 órás napfény periódus alatt termesztett epernövények szignifikánsan több stólont termeltek, mint a 12 órás napi tenyésztés esetén, és nagyobb a levélfelületük is (2.3. táblázat).

A fény hatása a fotoreceptorok kialakulásától és a fényenergia átalakulásától függ a levélsejtekben, a bennük zajló bioszintetikus folyamatok fotostimulációjától.

Vizsgálataink kimutatták, hogy a kisebb mennyiségű pigment tartalmat a növények kompenzálják a nagyobb levélfelület miatt.

2. táblázat

Különböző világítási időtartam mellett szaporított szamócafajták átlagos stolonszáma (db/növény) (1995)

Fajták Fénytartam a mikroszaporítás során

12 óra/nap 16 óra/nap

Mount Everest 33 ±3,6 40 ±2,8

Rapeala 10 ±2,6 19 ±3,1

Zenga-Zengana 26 ±3,1 41 ±4,2

Redgontlite 37 ± 5,2 57 ± 4,6

Dukat 14 ±3,7 24 ±3,5

Trisgar 18 +1,8 21 ±4,1

Törzsek 19 ± 1,6 25 ± 4,2

3. táblázat

A nappalok hosszának hatása in vitro termesztésben a szántóföldi eper növények levélterületére (1995. augusztus 1.)

Fajták Levélterület növényenként (cm2)

12 óra/nap 16 óra/nap

Dukat 240 360

Zenga-Zengana 550 720

Redgontlite 450 576

Tristar 320 420

HCPos: fény mód 24.1 fokozat 16.4

kölcsönhatás 18.2 2. Az eper explantátumok fejlődése a tápközeg különböző nitrogénformáinak koncentrációjától függően. Mint ismeretes, az in vitro szaporítási folyamat táptalajokon megy végbe, amelyek közül a Murashige-Skoog táptalajt használják legszélesebb körben. Ez a környezet azonban

túlzott koncentrációban tartalmaz egyes komponenseket (főleg nitrogént).

Az ásványi sók közül a nitrogéntartalmú sók fontosak a növények növekedése és fejlődése szempontjából.

Vizsgáltuk a Murashige-Skoog táptalaj összetételének kétszeres és négyszeres csökkentésének hatását. Kísérleteink azt mutatták, hogy a tenyésztési szakaszokban nem célszerű csökkenteni a sók koncentrációját az alap Murashige-Skoog táptalajban. Ezért megpróbáltuk megbecsülni a nitrogén különböző formáinak koncentrációját a tápközegben az eper-explantátumok fejlődéséhez. Kiderült, hogy az ammónium-nitrogén felezése nem befolyásolta a szorzótényezőt (4. táblázat).

4. táblázat

A Tristar fajta eper explantátumának fejlesztése a tápközeg ammónium-nitrogén koncentrációjától függően

KVDO koncentráció. Hajtásszám, TTGT Hajtáshossz, w Gyökerek száma, ptg Gyökerek hossza, mm Levélszám, mmt.

Cochrole 1650 mg/l 4,3 3,5 2,1 0,5 12,2

0,5. 4,0 3,2 0 0 14,1

0,25 3,9 3,2 0 0 12,2

0,125 3,8 3,0 0 0 11,0

0,5 4,3 3,2 0 0 12,1

0,253 3,9 3,2 0 0 12,1

0,125 3,8 3,2 0 0 10,3

HSRo5 - hajtások száma

koncentráció NW03 Rf< Роз

A nitrát nitrogén 2-szeres csökkenése negatívan hatott a kiaknázások hajtásképző képességére. A szorzótényező a kontrollhoz képest 3-4 egységgel csökkent (5. táblázat).

5. táblázat

A Tristar fajta eper explantátumának fejlesztése a tápközeg nitrát nitrogén koncentrációjától függően

Koncentráció Mennyiség Hossz

Yutoe lő, lő,

(rész) darab cm.

Kontroll 1900 mg/l 5,5 2,8

HSRo5 - hajtások száma

a QOL)z koncentrációja = 1,3

Talán ez a hatás összefügg a felszívódás mechanizmusával

nitrát nitrogén. Ismeretes, hogy a ketosavaknak az aminosavak szintézisére való felhasználása intenzívebben megy végbe ammónium-nitrogén jelenlétében a tápközegben; a nitrát nitrogént kisebb mértékben használják aminosavak szintézisére.

A kapott adatok alapján megállapítható, hogy az ammónium-nitrogén koncentrációjának 825 mg/l-es csökkenése a Murashige-Skoog közegben nem vezet a gyakorlatban megvalósítható szorzótényező csökkenéséhez.

3. Az iitokininek és auxinok hatása az eper-explantátumok fejlődésére. A növekedésszabályozók a táptalaj egyik fontos összetevője is. Az optimális koncentrációk gondos kiválasztása és azonosítása javíthatja a klonális szaporítási módszer hatékonyságát.

Tanulmányoztuk a 6-BAP és a kinetin kombinációját az explantátum fejlődése során. A 6-BAP és a kinetin 0,25 mg/l + 0,25 mg/l, illetve 0,25 mg/l + 0,5 mg/l koncentrációjú kombinációi enyhén stimulálták a rügynövekedést és a levelek kibontakozását (6. táblázat).

6. táblázat

A szorzótényező függése a 6-BAP és a kinetin koncentrációjától a tápközegben (Zenga-Zengana fajta)

Cigokininek koncentrációja, g/l Kialakult hajtások száma, db. A hajtás hossza, lásd

6-BAP Kinetin

Kontroll 6-BAP 1 mg/l 10,0 2,5

0,25 0,25 3,8 2,0

0,75 0,25 9,2 2,5

1,0 0,25 14,4 2,5

NSRD 4.6 1.2

A legjobb eredményeket a 6-BAP-1 mg/l és a kinetin - 0,25 mg/l kombinációjával érték el. Ebben az esetben a kialakult hajtások száma nagyobb volt, mint a kontroll változatban.

A legfejlettebb explantátumokat a gyökerező táptalajra ültettük át. Kísérleteinkben auxin növekedésszabályozó szerek alkalmazása biztosította az eperhajtások magas gyökeresedését a 20. tenyésztési napon. A Zenga-Zepgtsh fajta egyformán jól gyökerezik, ha IMC-t és IUC-t használunk 0,5-1 mg/l koncentrációban. A Tristar és Dukat fajták IAA - 1 mg/l tartalmú táptalajon a kontrollhoz képest nagyobb számú gyökeres explantátumot tartalmaztak.

4. A szaporodó epernövények érzékenysége in vitro gyomirtó szerekkel szemben. Az utóbbi években egyre nagyobb figyelem irányul arra, hogy biotechnológiai módszerekkel új növényformákat hozzanak létre, különös tekintettel a gazdaságilag értékes tulajdonságokkal rendelkező szomaklonális változatok kiválasztására. A szomaklonális variánsok herbicidrezisztencia alapján történő szelekciója csak a sejt-, szövet- és szervtenyészetek szelektív szerek letális és szubletális koncentrációinak kimutatása után végezhető el.

A szamócára vonatkozóan a szakirodalomban nem találtunk ilyen adatot, így a munka következő szakaszában a különböző eperfajták in vitro tenyésztett szöveteinek és szerveinek érzékenységét vizsgáltuk kétféle gyomirtó szer tápközegben való jelenlétére.

Megjegyzendő, hogy a vizsgált készítmények herbioid hatása in vitro tenyészetben megmaradt.

A simazin 2*10-5 - 2XO 4M koncentráció tartományban történő alkalmazása esetén az explantátumok növekedésével és fejlődésével kapcsolatban gátló hatás jelentkezett. A 10-3 M koncentráció kezdetben a klorózis jeleit okozta minden fajta explantátumában egészen a teljes elszíneződésig, amit halál követett.

A szimazinra a legérzékenyebbnek a genfi ​​fajta bizonyult, melynek explantátumainál az 1CIM koncentrációja halálosnak bizonyult (7. táblázat).

7. táblázat

Különböző eperfajták explantátumának állapota (pontokban) a tápközegben lévő herbicidek jelenlététől függően (1,5 hónap)

Herbicid koncentráció (M)

Fajta Gyomirtó szer típusa Kontroll (gyomirtó nélkül) O 2" 10* Yu-" 24 O-5 10-4 2*10-"

Zenga- Simazin 5,0 4,8 4,6 3,8 3,6 2,2

Zengana Roundup 5,0 4,6 4,2 3,0 0 0

Dukat Simazin 5,0 4,8 4,5 4,2 3,8 2,5

Rauvdap 5,0 4,4 4,2 3,0 0 0

Redgoshlig Simazin 4,9 4,6 4,4 4,1 3,6 2,4

Összegzés 4,9 4,5 4,0 2,6 0 0

Simazin-hegy 4,9 4,5 4,4 3,9 3,8 1,5

Everest Rauvdap 4,9 4,5 3,7 2,4 0 0

Genfi Simazin 4,8 4,5 4,0 4,2 0 0

Összegzés 4,8 4,5 3,3 1,9 0 0

Trisgar Simazin 4,9 4,6 4,3 4,2 3,8 0

Összegzés 4,9 4,5 3,4 2,7 0 0

Tribiot Simazin 4,9 4,7 4,2 4,1 3,8 1,5

Összegzés 4,9 4,5 3,6 3,0 0 0

A Roundup tápközegben való jelenlétének hatását vizsgálva kiderült, hogy a három legmagasabb koncentráció (10-4, 2*1 (KM, 10-3M)) az explantátumok teljes pusztulásához vezetett.

A kiválasztott explantátumok csökkent érzékenységének igazolására azokat a megfelelő gyomirtó szereket törvény alatti koncentrációjú táptalajokra ültettük újra. A különféle szamócafajták kiválasztott, feltételesen toleráns explantátumainak ezt követő termesztése során a kultúrák jelentős része elpusztult. Ez arra utal, hogy az esetek túlnyomó többségében nem gyomirtószer-rezisztens szervekkel és szövetekkel van dolgunk, hanem olyan explantátumokkal, amelyeknek az előző szubkultúra során nem volt ideje elpusztulni.

Ismeretes, hogy a herbicidek számos anyagcsere-folyamatot elnyomnak a növényekben, különösen jelentős hatást gyakorolnak a fotoszintetikus aktivitásra.

A szimazin gátolja a fotoszintézist a növényekben az úgynevezett 32K fehérjéhez kötődve, amely a tilakoid membrán része. Figyelembe véve a herbicid hatás mechanizmusát, amely a Hill-reakció gátlásán alapul, kísérletsorozatot végeztünk a fotoszintetikus aktivitásra gyakorolt ​​hatásáról.

A glifozát nagyon fontos aromás aminosavak szintézisét befolyásolja, felhasználási pontja a 3-foszfosikimát-1 karboxivinil-transzferáz enzim. Valószínűleg az anyagcsere ezen szakaszának elnyomása az aromás aminosavak hiányát, a sikimát felhalmozódását okozza, és ennek eredményeként a 10-3 M koncentrációjú glifozáttal való érintkezés következtében az eper explantátumok elpusztulnak.

Így két gyomirtó szer szelektív koncentrációját határoztuk meg: simazin - KIM, roundup - 10-5M.

5. Szimazin és roundup herbicidek hatása izolált eperhajtások fotoszintézisére in vitro. A munka során megvizsgáltuk a szamócalevél pigmenttartalmának hatását a roundup és a szimazin termesztés során (1. ábra) Megfigyeltük a genfi ​​fajta explantátumainak nagy érzékenységét. Ez a megnövekedett érzékenység a fotoszintetikus apparátus reakciójában is megmutatkozott az eperlevél pigmenttartalmára.

A Roundup 2X106M koncentrációjú változatban a tenyésztés nyolcadik hetében megfigyelték ennek a gyógyszernek a stimuláló hatását az explantátumban lévő pigmentek mennyiségére.

6. A mikrohajtások nem steril körülményekhez való adaptálása az időzítéstől függően<зсадки. Для выявления лучших сроков приживаемости растения земляники каждый месяц переносили в нестерильные условия. Наблюдения, проведённые за дальнейшем развитием таких растений, выявили, что самым благоприятным сроком выведения пробирочных растений был период с мая по август. Например, в 1996 году высокий процент приживаемости был у сортов Тристар - 96%, Трибьют -93%. У сорта Редгонтлит в июле 1996 года на 20% повысилась приживаемость растений по сравнению с 1994 годом этого же месяца. Эксперименты показали, что растение, высаженное в мае-июне-июле быстро развивалось. Так, растения сорта Зенга-Зенгана (Рис.2), перенесённое в нестерильные условия 11 мая с длиной побегов 3,5 см, через 1,5 месяца имело длину побегов 9 см, крупные листья; ещё через месяц растения высаживали в полевые условия. При выведении эксплантов в нестерильные условия в марте, растениям требуется 3,5 месяца для высаживания в полевые условия, а это на один месяц больше, чем в первом варианте.

és 80 -60 -40 -20 -

klorofill a

klorofill b

karotinoidok

1. ábra: Roundup és simazin táptalajon két hétig termesztett eperlevelek pigmenttartalma (%).

a) Genf fajta - kontroll (gyomirtó szerek nélkül) I roundup táptalajon - 2 koncentráció 10"6 M

b) Geneva "CCr - koncentráció 10"5 M fajta p szimazinos táptalajon! - koncentráció 10 "3 M

Fajta Zenga-Zvngannz

2. ábra Epernövények túlélése a transzplantáció időszakától függően nem steril körülmények között (Zenga-Zengana fajta)

Amikor az eper-explantátumokat nem steril körülmények közé vitték ősszel és télen, a túlélési arány alacsony volt. Például a Zenga-Zengana fajtán 70%-kal kevesebb gyökeres növény volt decemberben (1996) májushoz (1996) képest; A Dukat fajtán januárban kevesebb volt a gyökeres növény: 55%-kal kevesebb, mint májusban (1996). Három év (1994-1996) adatai alapján megállapítható, hogy az őszi-téli időszakban nem steril körülmények között átültetett explantátumok túlélési aránya alacsony volt.

Az általunk feljegyzett jelenség nyilvánvalóan elsősorban abból adódik, hogy az ipari kultúrtermekben (téli üvegházakban) nem lehet egész évben ugyanazokat a feltételeket (megvilágítás, fény spektrális összetétele) azonos szinten tartani. Ez tiltott

kizárják a belső biológiai okok befolyását is a növények viselkedésében, amelyek a növények növekedési és fejlődési ritmusaihoz kapcsolódnak.

Így a növények túlélési aránya, ha nem steril körülmények közé került, az ültetés módjától és időpontjától függött. Az optimális kifejezések használata a növények nem steril körülmények közé történő átvitelére lehetővé teszi az adaptált növények hozamának akár 30%-os növelését. 7. In vitro módszerrel és a szokásos módszerrel nyert különböző szamócafajták növényeinek gazdasági és biológiai értékelése. Az eperfajták gazdasági és biológiai jelentőségét értékelve összehasonlítottuk a különböző fajták növényi szaporításának két módszerének hatását a termőképességre, a rozetták számára, a bogyók tömegére, a rothadás által érintett termések számára (8. táblázat).

8. táblázat

Különböző szaporítási módszerekkel nyert epernövények gazdasági és biológiai értékelése ____

Fajták Szaporítási mód Növényenkénti átlagos terméshozam évente, g Rozetta átlagos rozettaszáma növényenként 1 vegetációs évben Átlagos rozetták száma növényenként vegetációs évenként

Zenga-Zengana in vitro 126 37 38

szabvány 125 30 37

Redgoitlit in vitro 108 57 52

szabvány 105 40 53

Dukat in vitro 95 18 19

szabvány 99 14 18

Tristar invito 199 21 21

szabvány 183 18 21

tribute invito 186 24 26

szabvány 178 23 25

Genf invito 177 20 19

szabvány 173 21 19

NSR05: fajták 26,5 év 8.9

interakció 5.6

Kísérletek kimutatták, hogy egyes szamócafajták 1 éves termesztése alatt a rozetták száma a szaporítási módtól függ, például a Zenga-Zengaia fajtánál a könyvelő növény rozettáinak száma 8-cal több volt. A hagyományos módszerrel nyert növényekkel összehasonlítva. A második évben ez a hatás kisimult. A rothadás által érintett gyümölcsök százalékos aránya magasabb volt a két termőhullámú fajtákban: egyrészt a Jaroszlavl régióban az éjszakai és nappali hőmérséklet őszi éles ingadozása érinti; másodsorban a kórokozó felhalmozódását a növényekben a teljes tenyészidőszakban befolyásolja. A terméshozamban és a bogyók tömegében nem volt szignifikáns különbség.

Az eper in vitro szaporításának gazdasági kérdései.

A klonális mikroszaporítás módszere meglehetősen munkaigényes, és nagy mennyiségű anyagköltséget igényel. Ugyanakkor az in vitro módszer magas jövedelmezősége a termőterület megtakarításának, a növényi termesztési időszak lerövidítésének, a szorzótényező növelésének, a termékminőség javulásának (PSA), valamint a munkának köszönhető. az őszi-téli időszakban.

Az ültetési anyag előállításának gazdasági hatékonyságának felmérése in vitro módszerrel történt a Zenga-Zengana szamóca példaként. A termelési költségek kiszámítása a VSTIS irányelvei alapján történt (9. táblázat).

A számítások azt mutatták, hogy a kezdeti explantátumok számával - 5 darab, a szorzótényezővel - 8, a szubkultúrák számával - 3, figyelembe véve számos együtthatót (az explantátumok túlélési aránya, a gyökereztetésre alkalmas hajtások hozama, gyökerezés ™ , túlélési arány adaptáció során) hat hónapon belül általánosan elfogadott technológia szerint 5000 db. Lőések. Az általánosan elfogadott technológia szerint termesztett explantátum ára 1,22 rubel lesz.

Az in vitro technológia gazdaságosságának fontos szempontja volt, hogy 1000 db termesztésénél csökkent a munkaerőköltség. eper növények in vitro.

9. táblázat

A szamóca ültetési anyag előállításának gazdasági értékelése a

klonális mikroszaporítás módszerével (1 ezer db)

Paraméterek In vitro módszer

1. 1 egység költsége, dörzsölje. 1.22

2. Költség és általános költségek (180%), dörzsölje. 1.68

3. Eladási ára 1 db, dörzsölje. 7.2

4. Nyereség 1 ezer darabból, dörzsölje. 5.52

5. Mikrohajtások száma 1 m2-re, db. 1000

6. Profit 1 m2, dörzsölje. 11.04

6. Jövedelmezőségi szint, % 328

Így a klonális mikroszaporítás módszere ad

jelentős gazdasági hatás, ami a termelésben való felhasználás előnyét mutatja.

1. A megvilágítás időtartama jelentős hatással van a vizsgált fajták eperexplantátumának fejlődésére. A vizsgált művelési módok közül a 12 és 16 órás megvilágítási idő bizonyult a legkedvezőbbnek a szaporodási tényező, a kialakult hajtások hossza, a levelek száma, valamint a gyökeresedési szakaszban a szám és hosszúság szempontjából. a gyökerekről.

2. A 16 órás megvilágítás mellett in vitro termesztett epernövények szignifikánsan több stólont adtak, mint a 12 órás tenyésztésnél, ezért ezek a növények kiindulási növényként használhatók a tojó sejtek számára. Az in vitro, 12 órás megvilágítás mellett termesztett növényeket magas klorofilltartalom jellemezte.

a, b és karotinoidok 10%-30%-kal összehasonlítva a 16 órás napi növényekkel.

3. Különböző vizsgált szamócafajták klonális szaporításával az ammónium-nitrogén koncentrációja felére csökkenthető az alaptáptalajhoz képest anélkül, hogy a fejlődési mutató, például a szorzótényező rontana.

4. A vizsgált eperfajták explantátumaiban az oldalirányú elágazódás serkentésére az 1 mg/l koncentrációjú 6-BAP és a 0,25 mg/l kinetin kombinációja adja a legjobb eredményt.

5. Különböző hatásspektrumú gyomirtó szerek - roundup és simazin - tápközegbe 2X106M - 10"3M koncentrációban történő bekerülése jelentős hatást gyakorolt ​​a termesztett eper explantátumok növekedési folyamataira. IM: A szimazin szelektív koncentrációja 10 M, körkép 10 ~ 5 M a vizsgált hét eperfajtánál. Ezek a vizsgálatok alapjai lehetnek a gyomirtókkal szemben fokozottan ellenálló szamóca formáinak kiválasztásának.

6. A roundup és a simazin herbicidek jelenléte a tápközegben 105, 10~3 M koncentrációban gátolta a klorofill a, klorofill b és karotinoidok szintézisét. A 2X10-6M Roundup koncentrációja a tenyésztés nyolcadik hetében a klorofill a és klorofill b mennyiségi tartalmának növekedéséhez vezetett.

7.0, meghatározzák a legkedvezőbb feltételeket a mikroszaporított növények nem steril körülmények közé történő átvitelére májustól augusztusig, ami lehetővé teszi az adaptált növények hozamának 20% -kal vagy annál nagyobb növelését.

8. A szántóföldi növények állapotának felmérése azt mutatta, hogy a Zenga-Zengana, Dukat, Profyugen, Homdey, Redgontlit fajták növényeinek első termesztési évében a rozetták száma a szaporítási módtól függ. Az in vitro termesztett növényeknek körülbelül 1,3 rozettával volt több

alkalommal. A második vegetációs évben valamennyi vizsgált eperfajtánál kiegyenlítették a kialakult rozetták számbeli különbségeit. A vizsgált fajták terméshozamában nem volt szignifikáns különbség a szaporítási mód függvényében.

Az epernövények in vitro szaporításánál javasoljuk az ammónium-nitrogén koncentrációjának 825 mg/l-re csökkentését a Murashige-Skoog táptalajban. A hajtások tömeges szaporodásának biztosítására a növekedésszabályozó 6-BAP és a kinetin optimális kombinációja 1 mg/l, illetve 0,25 mg/l.

A kémcsöves növények nem steril körülmények között történő átültetését májustól augusztusig kell elvégezni.

A szomaklonális variánsok és a fokozott herbicidrezisztenciájú transzgenikus minták kiválasztásához használja a következő koncentrációjú herbicideket a tápközegben: rauvdapa - 2X10"5, Yu"5M; simazin - 2M0 "4, 1 (NM.

1. Khapova S. A. A termesztési feltételek befolyása a szamóca klón mikroszaporítására és a nem steril körülményekhez való alkalmazkodás folyamatai // A „Fiatal tudósok a kertészetért Oroszországban” című össz-oroszországi konferencia absztraktjai. - M. -1995. - P.156-158

2. Khapova S.A. Herbicidek hatása a fotoszintézisre és az explantátumok fejlődésére

eper in vitro // A „Dendrológia, virágtermesztés, gyümölcstermesztés, szőlészet és borkészítés problémái” IV. Nemzetközi Konferencia előadásai. -Jalta, -1996.-T.2.-S.61-63

3. Khapova S. Tissue-culture strawbeny no virus // The 18th International group training on

növényvédelmi szolgáltatások. - Thaiföld. -1996. - T. 1. - P.M-M3

4. Vysotsky V.A., Khapova S.A. Izolált eperszervek tenyészeteinek herbicidekre való érzékenysége / Szo. munka. VSTISP. - M.; -1997. - P.83-89

5. Khapova S.A. A szubsztrát összetételének és a nem sterilbe történő átültetés időzítésének hatása

a kémcsöves ratsenia eper túlélésének feltételei // A YarSHA tudományos konferencia beszámolóinak kivonata. - Jaroszlavl. -1997.

6. Khapova S.A. Az izolált eperhajtások reakciója herbicidek jelenlétére a tápközegben // A „Növényi sejtek in vitro biológiája, biotechnológia és a génállomány megőrzése” VII. Nemzetközi Konferencia absztraktjai. -1997. - S.382-383

7. Khapova S.A. A fényviszonyok hatása a pigmentek morfológiájára és szintézisére

epernövények a szántóföldön // A „Nem hagyományos növénytermesztés, ökológia és egészség” VI Nemzetközi tudományos-gyakorlati konferencia anyaga. - Szimferopol. -1997. - T. 1-2. - 140-141